| 中文摘要 | 第5-7页 |
| 英文摘要 | 第7-8页 |
| 主要缩略词 | 第12-15页 |
| 绪论 | 第15-17页 |
| 第一部分:高糖和糖基化产物对内皮祖细胞上miR-126表达水平的影响 | 第17-46页 |
| 1. 实验方法 | 第17-31页 |
| 1.1 实验仪器与试剂耗材 | 第17-19页 |
| 1.1.1 主要仪器 | 第17页 |
| 1.1.2 主要试剂耗材 | 第17-19页 |
| 1.2 细胞分离、培养和功能实验 | 第19-21页 |
| 1.2.1 选取对象 | 第19页 |
| 1.2.2 内皮祖细胞（EPCs）的分离、培养 | 第19-20页 |
| 1.2.3 细胞CD34、CD133及KDR鉴定 | 第20页 |
| 1.2.4 细胞摄取DiI-Ac-LDL和FITC-UEA-1 鉴定 | 第20-21页 |
| 1.2.5 细胞迁移实验 | 第21页 |
| 1.2.6 体外细胞成管实验 | 第21页 |
| 1.3 高糖或AGEs诱导EPCs上IL-6、TNF-α、ROS和miR-126的表达及相关性研究 | 第21-31页 |
| 1.3.1 四唑盐比色法（WST）检测细胞增殖实验 | 第21-22页 |
| 1.3.2 酶联免疫吸附(ELISA) 实验检测IL-6、TNF-α | 第22-23页 |
| 1.3.3 流式细胞学和免疫共聚焦检测ROS | 第23页 |
| 1.3.4 RT-PCR检测EPCs上miR-126表达水平 | 第23-25页 |
| 1.3.5 miR-126降低高糖和AGEs诱导的EPCs上IL-6、TNF-α和ROS的表达 | 第25-31页 |
| 1.3.6 AGEs调控内皮祖细胞上microRNA-126的信号机制 | 第31页 |
| 2. 实验结果 | 第31-43页 |
| 2.1 EPCs的形态，表面抗原鉴定及功能实验 | 第31-35页 |
| 2.2 高糖/AGEs诱导下，IL-6、TNF-α、ROS和miR-126的表达水平变化 | 第35-39页 |
| 2.3 miR-126降低EPCs上IL-6、TNF-α和ROS的表达 | 第39-40页 |
| 2.4 miR-126降低高糖/AGEs环境中EPCs上IL-6、TNF-α和ROS的表达 | 第40-43页 |
| 2.5 AGEs降低EPCs上miR-126表达的信号机制 | 第43页 |
| 3. 讨论 | 第43-46页 |
| 第二部分: 2 型糖尿病环境下miR-126在SDF-1α/CXCR4诱导的内皮祖细胞定向迁移中的作用 | 第46-61页 |
| 1. 实验方法 | 第46-55页 |
| 1.1 实验仪器与试剂耗材 | 第46-48页 |
| 1.1.1 主要仪器 | 第46页 |
| 1.1.2 主要试剂耗材 | 第46-48页 |
| 1.2 EPCs的分离、培养及鉴定及miR-126慢病毒载体构建、病毒转染 | 第48页 |
| 1.3 细胞迁移实验 | 第48-49页 |
| 1.3.1 SDF-1α诱导下的EPCs迁移实验 | 第48-49页 |
| 1.3.2 miR-126在SDF-1α诱导EPCs迁移中的作用 | 第49页 |
| 1.4 miR-126对SDF-1α诱导下的EPCs上CXCR4表达的影响 | 第49-54页 |
| 1.4.1 RT-PCR检测CXCR4的mRNA表达 | 第49-51页 |
| 1.4.2 Western Blot检测CXCR4的蛋白表达 | 第51-53页 |
| 1.4.3 流式细胞仪检测EPCs表面CXCR4的表达 | 第53-54页 |
| 1.5 miR-126调控EPCs上CXCR4表达的相关通路蛋白的表达 | 第54-55页 |
| 2.实验结果 | 第55-59页 |
| 2.1 确定实验最适浓度SDF-1α | 第55-56页 |
| 2.2 SDF-1α诱导下miR-126对EPCs上CXCR4的调控 | 第56-58页 |
| 2.3 MiR-126调控EPCs上CXCR4表达的可能通路蛋白 | 第58-59页 |
| 3. 讨论 | 第59-61页 |
| 全文小结 | 第61-62页 |
| 参考文献 | 第62-67页 |
| 致谢 | 第67-68页 |
| 学术论文和科研成果目录 | 第68页 |
