| 摘要 | 第5-8页 |
| abstract | 第8-11页 |
| 第一章 文献综述 | 第17-33页 |
| 1.1 昆虫触角类型 | 第18-19页 |
| 1.2 昆虫触角感受器的种类 | 第19-20页 |
| 1.3 昆虫感受气味物质的分子机制 | 第20页 |
| 1.4 昆虫嗅觉相关基因的功能研究 | 第20-30页 |
| 1.4.1 气味结合蛋白 | 第20-24页 |
| 1.4.2 化学感受蛋白 | 第24-25页 |
| 1.4.3 气味受体 | 第25-27页 |
| 1.4.4 离子型受体 | 第27-28页 |
| 1.4.5 气味降解酶 | 第28-29页 |
| 1.4.6 感觉神经元膜蛋白 | 第29-30页 |
| 1.5 RNA干扰技术 | 第30页 |
| 1.6 立项依据 | 第30-33页 |
| 1.6.1 梨小食心虫研究现状 | 第30-31页 |
| 1.6.2 主要研究内容 | 第31-33页 |
| 第二章 梨小食心虫气味结合蛋白基因的克隆及组织表达分析 | 第33-50页 |
| 2.1 材料与方法 | 第33-39页 |
| 2.1.1 供试虫源 | 第33页 |
| 2.1.2 主要使用的仪器 | 第33-34页 |
| 2.1.3 主要试剂及来源 | 第34页 |
| 2.1.4 总RNA提取 | 第34-35页 |
| 2.1.5 反转录合成第一链cDNA | 第35页 |
| 2.1.6 引物设计 | 第35-36页 |
| 2.1.7 气味结合蛋白基因的克隆 | 第36-38页 |
| 2.1.8 GmolOBPs序列分析与系统进化树构建 | 第38页 |
| 2.1.9 GmolOBPs在成虫不同组织中的表达量测定 | 第38-39页 |
| 2.2 结果与分析 | 第39-48页 |
| 2.2.1 不同组织样品总RNA的质量分析 | 第39-40页 |
| 2.2.2 GmolOBPs序列比对分析 | 第40-44页 |
| 2.2.3 GmolOBPs聚类进化分析 | 第44-46页 |
| 2.2.4 GmolOBPs在梨小食心虫成虫不同组织中的表达量 | 第46-48页 |
| 2.3 讨论 | 第48-50页 |
| 第三章 梨小食心虫GmolOBPs的原核表达与功能研究 | 第50-82页 |
| 3.1 实验材料 | 第50-51页 |
| 3.1.1 供试昆虫 | 第50-51页 |
| 3.1.2 主要仪器 | 第51页 |
| 3.1.3 主要试剂 | 第51页 |
| 3.2 实验方法 | 第51-62页 |
| 3.2.1 引物设计 | 第51-52页 |
| 3.2.2 气味结合蛋白和化学感受蛋白去信号肽编码扩增CDS区 | 第52-53页 |
| 3.2.3 pMD?19-T/GmolPBP1、pMD?19-T/GmolOBPs与pET28a(+)双酶切 | 第53页 |
| 3.2.4 目的片段与表达载体连接 | 第53-54页 |
| 3.2.5 重组质粒转至表达宿主BL21(DE3) | 第54页 |
| 3.2.6 重组GmolOBPs的原核表达 | 第54-56页 |
| 3.2.7 纯化蛋白方法 | 第56页 |
| 3.2.8 纯化后的GmolOBPs浓度测定 | 第56-57页 |
| 3.2.9 SDS-PAGE检测表达产物 | 第57-58页 |
| 3.2.10 重组蛋白的Western印迹检测 | 第58页 |
| 3.2.11 梨小食心虫GmolOBPs结合特性分析 | 第58-59页 |
| 3.2.12 GmolOBP7在不同发育阶段的表达量 | 第59页 |
| 3.2.13 dsGmolOBP7和dsGFP的合成与注射 | 第59-61页 |
| 3.2.14 qRT-PCR检测沉默效率 | 第61页 |
| 3.2.15 触角电位反应验证GmolOBP7的功能 | 第61页 |
| 3.2.16 数据处理 | 第61-62页 |
| 3.3 结果与分析 | 第62-80页 |
| 3.3.1 GmolOBPs编码区扩增结果 | 第62-63页 |
| 3.3.2 表达载体的构建方法 | 第63-64页 |
| 3.3.3 GmolOBPs诱导表达与WesternBlot蛋白印迹检测 | 第64-66页 |
| 3.3.4 纯化蛋白的浓度 | 第66页 |
| 3.3.5 重组GmolOBPs与1-NPN的解离常数 | 第66-67页 |
| 3.3.6 重组GmolOBPs与气味配体的结合特性 | 第67-78页 |
| 3.3.7 GmolOBP7在不同发育阶段的表达量 | 第78页 |
| 3.3.8 qRT-PCR检验GmolOBP7沉默效率 | 第78-79页 |
| 3.3.9 注射dsGmolOBP7对气味挥发物EAG反应值 | 第79-80页 |
| 3.4 讨论 | 第80-82页 |
| 第四章 梨小食心虫化学感受蛋白GmolCSP8的嗅觉功能 | 第82-103页 |
| 4.1 实验材料 | 第83页 |
| 4.1.1 供试昆虫饲养及RNA提取 | 第83页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第83页 |
| 4.2 实验方法 | 第83-89页 |
| 4.2.1 GmolCSP8在梨小食心虫成虫不同组织中的表达量测定 | 第83-84页 |
| 4.2.2 GmolCSP8重组质粒的诱导表达 | 第84-85页 |
| 4.2.3 蛋白纯化 | 第85-86页 |
| 4.2.4 Western-Blot免疫印迹检测 | 第86页 |
| 4.2.5 重组GmolCSP8结合配体的能力测定 | 第86页 |
| 4.2.6 GmolCSP8的同源建模 | 第86-87页 |
| 4.2.7 GmolCSP8和1-己醇的分子柔性对接 | 第87页 |
| 4.2.8 定点突变基因的克隆、表达及纯化 | 第87-88页 |
| 4.2.9 pH值对重组GmolCSP8结合能力的影响 | 第88页 |
| 4.2.10 突变蛋白与关键配体的结合能力测定 | 第88-89页 |
| 4.3 结果与分析 | 第89-101页 |
| 4.3.1 GmolCSP8在不同组织中的表达量 | 第89-90页 |
| 4.3.2 重组GmolCSP8的原核表达、蛋白纯化及免疫印迹检测 | 第90-91页 |
| 4.3.3 重组GmolCSP8与气味配体的结合能力分析 | 第91-94页 |
| 4.3.4 GmolCSP8的三维结构模型 | 第94-96页 |
| 4.3.5 GmolCSP8结合1-己醇的功能位点 | 第96页 |
| 4.3.6 突变基因的克隆 | 第96页 |
| 4.3.7 突变蛋白的原核表达及蛋白纯化 | 第96-97页 |
| 4.3.8 pH对GmolCSP8结合能力的影响 | 第97-98页 |
| 4.3.9 突变蛋白的结合能力 | 第98-101页 |
| 4.4 讨论 | 第101-103页 |
| 第五章 梨小食心虫GmolOrco基因的克隆、表达及功能研究 | 第103-118页 |
| 5.1 试验材料与方法 | 第103-110页 |
| 5.1.1 试验虫源 | 第103页 |
| 5.1.2 主要使用的仪器 | 第103-104页 |
| 5.1.3 主要试剂及来源 | 第104页 |
| 5.1.4 梨小食心虫不同组织及不同发育阶段总RNA的提取与 | 第104页 |
| 5.1.5 反转录合成第一链cDNA | 第104-105页 |
| 5.1.6 梨小食心虫Orco基因开放阅读框cDNA序列的克隆 | 第105页 |
| 5.1.7 PCR产物纯化、克隆与测序 | 第105-106页 |
| 5.1.8 GmolOrco的序列结构分析 | 第106页 |
| 5.1.9 GmolOrco在不同组织与不同发育阶段的表达谱 | 第106-107页 |
| 5.1.10 dsOrco和dsGFP的合成与注射 | 第107-109页 |
| 5.1.11 qRT-PCR检测沉默效率 | 第109页 |
| 5.1.12 触角电位(electroantennogram,EAG)检测 | 第109-110页 |
| 5.2 实验结果与分析 | 第110-116页 |
| 5.2.1 梨小食心虫GmolOrco基因的克隆与蛋白序列特性分析 | 第110-111页 |
| 5.2.2 GmolOrco与其它昆虫Orco的氨基酸多序列比对和同源性分析 | 第111-114页 |
| 5.2.3 GmolOrco在梨小食心虫不同组织和不同发育阶段表达量分析 | 第114-115页 |
| 5.2.4 RT-qPCR检测注射dsOrco后GmolOrco表达量的变化 | 第115页 |
| 5.2.5 注射dsOrco后梨小食心虫对不同气味物质的EAG反应 | 第115-116页 |
| 5.3 讨论 | 第116-118页 |
| 第六章 全文总结 | 第118-122页 |
| 6.1 主要研究结论 | 第118-120页 |
| 6.2 主要创新点 | 第120-121页 |
| 6.3 本研究的不足之处 | 第121页 |
| 6.4 未来展望 | 第121-122页 |
| 参考文献 | 第122-137页 |
| 致谢 | 第137-139页 |
| 个人简介 | 第139页 |
