| 原创性声明 | 第1-6页 |
| 摘要 | 第6-8页 |
| ABSTRACT | 第8-10页 |
| 第一部分 综述 | 第10-35页 |
| 一. 我国罗非鱼的养殖现状及其研究意义 | 第10-14页 |
| 1 罗非鱼的分类与分布 | 第10页 |
| 2 我国罗非鱼的引入及养殖现状 | 第10-13页 |
| 3 我国养殖罗非鱼的重要意义 | 第13页 |
| 4 罗非鱼养殖中存在的问题及解决办法 | 第13-14页 |
| ·不耐低温 | 第13-14页 |
| ·种质极易混杂 | 第14页 |
| ·繁殖快 | 第14页 |
| ·雄性率不能达到100％ | 第14页 |
| 二. 鱼类性别决定与人工控制 | 第14-35页 |
| 1 鱼类性别控制 | 第15-21页 |
| ·鱼类性别控制的意义 | 第15-16页 |
| ·鱼类性别人工控制的方法和途径 | 第16-21页 |
| 2 影响性别的环境因素 | 第21-24页 |
| ·温度的影响 | 第21-22页 |
| ·外源激素的影响 | 第22-23页 |
| ·其它因素的影响 | 第23-24页 |
| 3 鱼类性别决定的遗传基础 | 第24-35页 |
| ·鱼类性别决定的细胞遗传学基础研究现状 | 第24-30页 |
| ·鱼类性别决定的分子遗传学研究概况 | 第30-35页 |
| 第二部分 研究论文 | 第35-62页 |
| 一. 选题背景 | 第35-40页 |
| 1 鱼类DMRT1基因的研究进展 | 第35-39页 |
| ·mab-3基因 | 第36页 |
| ·doublesex(dsx)基因 | 第36-37页 |
| ·DMRT1基因 | 第37-38页 |
| ·DMY基因 | 第38页 |
| ·DMO基因 | 第38-39页 |
| 2 理论意义 | 第39页 |
| 3 生产意义 | 第39-40页 |
| 4 技术路线 | 第40页 |
| 二. 实验材料与方法 | 第40-49页 |
| 1 实验材料 | 第40-43页 |
| ·实验用鱼 | 第40页 |
| ·实验药品与仪器 | 第40-41页 |
| ·引物设计与合成 | 第41-43页 |
| 2 实验方法 | 第43-49页 |
| ·奥利亚罗非鱼精巢总RNA的提取 | 第43页 |
| ·奥利亚罗非鱼血液DNA的提取 | 第43-44页 |
| ·琼脂糖凝胶电泳 | 第44页 |
| ·从琼脂糖凝胶中回收DNA | 第44-45页 |
| ·奥利亚罗非鱼总RNA的反转录 | 第45页 |
| ·PCR扩增DM-domain区域 | 第45-46页 |
| ·PCR扩增雄鱼特异条带 | 第46页 |
| ·3RACE法扩增DMRT1基因 | 第46-47页 |
| ·从奥利亚罗非鱼雄鱼和雌鱼的DNA中扩增DMRT1基因 | 第47页 |
| ·PCR产物的连接反应 | 第47页 |
| ·感受态细胞的制备 | 第47-48页 |
| ·连接产物的转化 | 第48页 |
| ·重组质粒的筛选 | 第48页 |
| ·菌种的保存 | 第48页 |
| ·碱裂解法提取质粒DNA | 第48-49页 |
| ·质粒DNA的限制性酶切鉴定 | 第49页 |
| 三. 实验结果 | 第49-59页 |
| 1 奥利亚罗非鱼精巢总RNA的提取 | 第49-50页 |
| 2 cDNA的合成 | 第50页 |
| 3 DM-domain区的扩增 | 第50-52页 |
| 4 雄鱼特异条带的扩增 | 第52-53页 |
| 5 3’RACE的扩增 | 第53-54页 |
| 6 奥利亚罗非鱼DMRT1的序列分析 | 第54-55页 |
| 7 奥利亚罗非鱼DMRT1氨基酸的同源性分析 | 第55-57页 |
| 8 奥利亚罗非鱼DMRT1氨基酸的系统树分析 | 第57-58页 |
| 9 从DNA中扩增DMRT1基因 | 第58-59页 |
| 四. 讨论 | 第59-61页 |
| 1 DMRT1基因的表达与性别的分化发育 | 第59页 |
| 2 DMRT1基因与DMO基因的比较 | 第59-60页 |
| 3 RACE法分离全长cDNA的优势和关键 | 第60-61页 |
| 五. 结果与展望 | 第61-62页 |
| 参考文献 | 第62-69页 |
| 附录 常用试剂的配制 | 第69-73页 |
| 致谢 | 第73页 |