| 摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-11页 |
| 缩略语表 | 第12-13页 |
| 1 文献综述 | 第13-29页 |
| 1.1 细菌耐药性概况 | 第13-18页 |
| 1.1.1 细菌耐药性现状 | 第13-16页 |
| 1.1.2 细菌耐药性产生的原因 | 第16页 |
| 1.1.3 对策 | 第16-18页 |
| 1.2 抗菌肽 | 第18页 |
| 1.3 β-防御素 | 第18-29页 |
| 1.3.1 β-防御素的结构 | 第18-20页 |
| 1.3.2 β-防御素的表达和调控 | 第20页 |
| 1.3.3 β-防御素的抗微生物作用及其机制 | 第20-25页 |
| 1.3.4 β-防御素的免疫调节作用及其机制 | 第25-27页 |
| 1.3.5 β-防御素的应用 | 第27-29页 |
| 2 研究目的和意义 | 第29-30页 |
| 3 过表达PBD-2细胞株的构建及其抗菌活性研究 | 第30-41页 |
| 3.1 材料与方法 | 第30-38页 |
| 3.1.1 菌株、细胞、质粒及引物 | 第30-31页 |
| 3.1.2 培养基及主要试剂 | 第31-34页 |
| 3.1.3 真核表达载体构建 | 第34-35页 |
| 3.1.4 细胞转染实验 | 第35页 |
| 3.1.5 间接免疫荧光 | 第35-36页 |
| 3.1.6 稳定转染细胞株的筛选 | 第36-37页 |
| 3.1.7 抑菌圈实验 | 第37-38页 |
| 3.2 结果与分析 | 第38-41页 |
| 3.2.1 稳定转染细胞株的建立 | 第38-40页 |
| 3.2.2 稳定转染细胞株表达的PBD-2的抗菌活性 | 第40-41页 |
| 4 PBD-2转基因小鼠的制备与抗病性评价 | 第41-55页 |
| 4.1 材料与方法 | 第41-50页 |
| 4.1.1 引物、菌株及培养方法 | 第41-42页 |
| 4.1.2 培养基及主要试剂 | 第42-43页 |
| 4.1.3 PBD-2表达盒的构建 | 第43-44页 |
| 4.1.4 转基因小鼠的制备及鉴定 | 第44-45页 |
| 4.1.5 小鼠尾尖基因组DNA的提取 | 第45-46页 |
| 4.1.6 SiteFinding PCR | 第46页 |
| 4.1.7 RT-PCR | 第46-47页 |
| 4.1.8 组织蛋白质的提取 | 第47页 |
| 4.1.9 CLEIA | 第47-48页 |
| 4.1.10 免疫组织化学 | 第48页 |
| 4.1.11 小鼠体重增长情况测定 | 第48页 |
| 4.1.12 小鼠主要脏器重量和脏器系数的测定 | 第48-49页 |
| 4.1.13 小鼠临床生理生化指标测定 | 第49页 |
| 4.1.14 小鼠的鼠伤寒沙门氏菌感染实验 | 第49-50页 |
| 4.2 结果与分析 | 第50-55页 |
| 4.2.1 PBD-2转基因小鼠的制备 | 第50-51页 |
| 4.2.2 PBD-2在转基因小鼠中的组织表达谱 | 第51-52页 |
| 4.2.3 转基因小鼠的表型分析 | 第52-53页 |
| 4.2.4 小鼠体内表达PBD-2能增强对鼠伤寒沙门氏菌感染的抗性 | 第53-55页 |
| 5 PBD-2转基因猪的制备与抗病性评价 | 第55-73页 |
| 5.1 材料与方法 | 第55-64页 |
| 5.1.1 引物、菌株及培养方法 | 第55-56页 |
| 5.1.2 培养基及主要试剂 | 第56-57页 |
| 5.1.3 转基因猪的制备及鉴定 | 第57-58页 |
| 5.1.4 猪耳基因组DNA的提取 | 第58-59页 |
| 5.1.5 Southern Blot | 第59页 |
| 5.1.6 RT-PCR | 第59页 |
| 5.1.7 组织蛋白质的提取 | 第59-60页 |
| 5.1.8 ELISA | 第60-61页 |
| 5.1.9 免疫组织化学 | 第61页 |
| 5.1.10 胸膜肺炎防线杆菌抗体滴度的测定 | 第61-62页 |
| 5.1.11 胸膜肺炎防线杆菌感染实验 | 第62-63页 |
| 5.1.12 肺组织损伤评分 | 第63页 |
| 5.1.13 转基因猪血液中PBD-2含量及抗菌活性评价 | 第63-64页 |
| 5.2 结果与分析 | 第64-73页 |
| 5.2.1 PBD-2转基因猪制备 | 第64-66页 |
| 5.2.2 PBD-2在转基因猪中的组织表达谱 | 第66-67页 |
| 5.2.3 胸膜肺炎放线杆菌抗体检测 | 第67-68页 |
| 5.2.4 转基因猪对胸膜肺炎放线杆菌感染的抗性 | 第68-72页 |
| 5.2.5 转基因猪抗性的作用机制浅析 | 第72-73页 |
| 6 PBD-2免疫调节作用初探 | 第73-84页 |
| 6.1 材料与方法 | 第73-79页 |
| 6.1.1 主要试剂 | 第73-75页 |
| 6.1.2 细胞的培养及分离方法 | 第75页 |
| 6.1.3 细胞的刺激方法 | 第75页 |
| 6.1.4 小鼠的体内炎性刺激方法 | 第75-76页 |
| 6.1.5 NF-kB p65的磷酸化分析 | 第76页 |
| 6.1.6 NF-kB启动子的激活 | 第76页 |
| 6.1.7 ELISA | 第76-77页 |
| 6.1.8 鲎试验(LAL) | 第77页 |
| 6.1.9 细胞活性测定(MTT法) | 第77-79页 |
| 6.2 结果与分析 | 第79-84页 |
| 6.2.1 PBD-2能抑制LPS诱导的炎性因子产生 | 第79-80页 |
| 6.2.2 PBD-2能抑制NF-kB启动子的激活和p65的磷酸化 | 第80-81页 |
| 6.2.3 PBD-2与LPS的相互作用 | 第81-82页 |
| 6.2.4 PBD-2的炎性抑制作用不是通过IL-10介导的 | 第82-83页 |
| 6.2.5 PBD-2不影响RAW细胞活性 | 第83-84页 |
| 7 讨论 | 第84-88页 |
| 8 结论 | 第88-89页 |
| 9 展望 | 第89-90页 |
| 参考文献 | 第90-120页 |
| 致谢 | 第120-121页 |
| 作者简历 | 第121-122页 |
| 发表论文情况 | 第122页 |
