| 中文摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-7页 |
| 缩写词 Abbreviations | 第8-14页 |
| 第一章 前言 | 第14-40页 |
| 1.1 第二信使cGMP在植物中的研究综述 | 第14-21页 |
| 1.1.1 植物中环核苷酸信号 | 第14-17页 |
| 1.1.2 植物中cGMP信号的研究进展 | 第17-21页 |
| 1.2 生长素与植物生长发育研究综述 | 第21-30页 |
| 1.2.1 生长素代谢 | 第21-24页 |
| 1.2.2 生长素的极性运输 | 第24-26页 |
| 1.2.3 生长素信号转导系统 | 第26-30页 |
| 1.3 植物初生根根尖stem cell niche研究综述 | 第30-39页 |
| 1.3.1 植物初生根根尖SCN在根发育中的作用 | 第30-32页 |
| 1.3.2 植物激素及相关转录因子在根尖SCN维持中的作用 | 第32-37页 |
| 1.3.3 植物激素信号交联对SCN的调控 | 第37-39页 |
| 1.4 本文的研究目的与意义 | 第39-40页 |
| 第二章 cGMP参与生长素信号调节的拟南芥根生长发育 | 第40-69页 |
| 2.1 引言 | 第40-42页 |
| 2.2 材料与方法 | 第42-48页 |
| 2.2.1 实验材料 | 第42页 |
| 2.2.2 培养条件 | 第42页 |
| 2.2.3 药品配置和化学处理 | 第42页 |
| 2.2.4 拟南芥根的形态分析 | 第42-43页 |
| 2.2.5 cGMP含量的测定 | 第43页 |
| 2.2.6 鸟氨酸环化酶(GC)活性的测定 | 第43-44页 |
| 2.2.7 组织化学染色 | 第44页 |
| 2.2.8 GUS活性的定量分析 | 第44页 |
| 2.2.9 Confocal显微分析 | 第44页 |
| 2.2.10 拟南芥根中总RNA的提取 | 第44页 |
| 2.2.11 实时荧光定量PCR分析 | 第44-45页 |
| 2.2.12 AUX/IAA蛋白稳定性分析 | 第45页 |
| 2.2.13 26S蛋白酶体活性检测 | 第45-46页 |
| 2.2.14 体外Pull-down实验 | 第46页 |
| 2.2.15 酵母双杂交实验 | 第46-47页 |
| 2.2.16 数据分析及图像处理 | 第47页 |
| 2.2.17 实验所用引物序列 | 第47-48页 |
| 2.3 实验结果 | 第48-64页 |
| 2.3.1 生长素处理能诱导拟南芥根中内源cGMP含量的增加 | 第48-49页 |
| 2.3.2 生长素诱导的拟南芥根系统的发育依赖于cGMP | 第49-51页 |
| 2.3.3 cGMP对生长素抑制的拟南芥主根伸长的影响 | 第51-53页 |
| 2.3.4 生长素能增强主要的生长素响应基因的表达 | 第53-54页 |
| 2.3.5 cGMP能促进生长素诱导的IAA/AUX蛋白的降解 | 第54-58页 |
| 2.3.6 26 S蛋白酶体在cGMP介导的生长素信号中的作用 | 第58-59页 |
| 2.3.7 酵母双杂交系统AD-IAA3/7/17和BD-TIR1的构建 | 第59-62页 |
| 2.3.8 cGMP对生长素增强的TIR1-IAA/AUXs蛋白相互作用的影响 | 第62-63页 |
| 2.3.9 cGMP通过PKG活性介导对生长素信号的调节 | 第63-64页 |
| 2.4 讨论与分析 | 第64-69页 |
| 第三章 cGMP对拟南芥根中生长素合成和极性运输的影响 | 第69-82页 |
| 3.1 引言 | 第69-70页 |
| 3.2 材料与方法 | 第70-73页 |
| 3.2.1 实验材料 | 第70-71页 |
| 3.2.2 培养条件 | 第71页 |
| 3.2.3 化学处理方法 | 第71页 |
| 3.2.4 组织化学染色 | 第71页 |
| 3.2.5 组织透明及光学显微分析 | 第71页 |
| 3.2.6 碘化丙锭染色 | 第71页 |
| 3.2.7 Confocal显微分析 | 第71-72页 |
| 3.2.8 拟南芥根中总RNA的提取 | 第72页 |
| 3.2.9 实时荧光定量PCR分析 | 第72页 |
| 3.2.10 根尖重力响应实验 | 第72页 |
| 3.2.11 数据分析及图像处理 | 第72页 |
| 3.2.12 实验所用引物序列 | 第72-73页 |
| 3.3 实验结果 | 第73-79页 |
| 3.3.1 cGMP含量变化对拟南芥主根生长素分布的影响 | 第73-75页 |
| 3.3.2 cGMP含量变化对拟南芥根生长素合成基因表达的影响 | 第75页 |
| 3.3.3 cGMP含量变化影响PINs蛋白的表达和极性分布 | 第75-77页 |
| 3.3.4 cGMP调节生长素极性运输相关基因的表达 | 第77-78页 |
| 3.3.5 cGMP对拟南芥根尖生长素重力响应的影响 | 第78-79页 |
| 3.4 分析与讨论 | 第79-82页 |
| 第四章 cGMP通过影响柱干细胞分裂影响拟南芥主根的生长发育 | 第82-101页 |
| 4.1 引言 | 第82-83页 |
| 4.2 材料与方法 | 第83-86页 |
| 4.2.1 植物材料 | 第83-84页 |
| 4.2.2 培养条件 | 第84页 |
| 4.2.3 化学处理方法 | 第84页 |
| 4.2.4 初生根相对生长测定 | 第84页 |
| 4.2.5 分生组织细胞数目、长度及伸长区长度测定 | 第84页 |
| 4.2.6 组织透明及光学显微分析 | 第84页 |
| 4.2.7 组织化学染色 | 第84页 |
| 4.2.8 碘化丙锭染色 | 第84页 |
| 4.2.9 Lugol染色 | 第84-85页 |
| 4.2.10 Confocal显微分析 | 第85页 |
| 4.2.11 拟南芥根中总RNA的提取 | 第85页 |
| 4.2.12 实时荧光定量PCR分析 | 第85页 |
| 4.2.13 数据分析及图像处理 | 第85页 |
| 4.2.14 实验所用引物序列 | 第85-86页 |
| 4.3 实验结果 | 第86-98页 |
| 4.3.1 cGMP对拟南芥初生根生长的影响 | 第86-87页 |
| 4.3.2 cGMP调节拟南芥初生根分生组织的长度 | 第87-88页 |
| 4.3.3 cGMP影响拟南芥初生根分生组织活性 | 第88-89页 |
| 4.3.4 cGMP调节的初生根生长不涉及生长素极性转运和乙烯信号 | 第89-90页 |
| 4.3.5 cGMP对拟南芥初生根根尖stem cell niche的影响 | 第90-91页 |
| 4.3.6 cGMP对拟南芥初生根根尖SCN区域marker基因表达的影响 | 第91-94页 |
| 4.3.7 cGMP调节拟南芥初生根根尖柱干细胞分裂和分化的平衡 | 第94-95页 |
| 4.3.8 cGMP对调节SCN相关转录因子的表达和分布的影响 | 第95-98页 |
| 4.4 讨论与分析 | 第98-101页 |
| 第五章 结论与展望 | 第101-103页 |
| 5.1 主要结论 | 第101页 |
| 5.2 研究展望 | 第101-103页 |
| 参考文献 | 第103-120页 |
| 在学期间的研究成果 | 第120-121页 |
| 一、发表论文 | 第120页 |
| 二、参与课题 | 第120-121页 |
| 致谢 | 第121页 |
