摘要 | 第4-5页 |
ABSTRACT | 第5页 |
第一章 绪论 | 第9-21页 |
1.1 引言 | 第9-10页 |
1.2 DNA甲基化-肿瘤产生的一种表观遗传学机制 | 第10-12页 |
1.2.1 DNA甲基化 | 第10页 |
1.2.2 DNA甲基化与胶质瘤 | 第10-12页 |
1.3 microRNA | 第12-16页 |
1.3.1 DNA甲基化影响miRNA表达 | 第13-14页 |
1.3.2 miRNA表达影响DNA甲基化 | 第14-15页 |
1.3.3 miR-21在脑胶质瘤中的异常表达及其作用机制 | 第15-16页 |
1.4 阿霉素抗肿瘤机制的研究 | 第16-19页 |
1.4.1 阿霉素诱导肿瘤细胞凋亡机制的研究 | 第16-17页 |
1.4.2 阿霉素与DNA分子相互作用的研究 | 第17-18页 |
1.4.3 阿霉素与甲基化 | 第18-19页 |
1.5 基因治疗与化疗联合 | 第19-20页 |
1.6 本论文工作的提出 | 第20-21页 |
第二章 阿霉素体外抑制脑胶质瘤的研究 | 第21-44页 |
2.1 引言 | 第21-22页 |
2.2 实验部分 | 第22-30页 |
2.2.1 仪器和试剂 | 第22-24页 |
2.2.2 化疗药的配制 | 第24页 |
2.2.3 细胞培养 | 第24-25页 |
2.2.4 MTT检测不同浓度阿霉素对肿瘤细胞增殖活性的影响 | 第25-26页 |
2.2.5 阿霉素在细胞内的分布 | 第26页 |
2.2.6 Western Blot检测蛋白表达 | 第26-28页 |
2.2.7 实时定量PCR | 第28-30页 |
2.3 实验结果 | 第30-38页 |
2.3.1 MTT检测阿霉素与miR-21联用对胶质瘤的抑制作用 | 第30-32页 |
2.3.2 流式细胞术分析阿霉素吞噬能力 | 第32-33页 |
2.3.3 共聚焦显微镜分析阿霉素在细胞内的分布 | 第33-34页 |
2.3.4 阿霉素对凋亡相关蛋白BCL-2、Caspase-3 表达的影响 | 第34页 |
2.3.5 Western Blot和RT-PCR法检测DNMT1蛋白和mRNA的表达 | 第34-35页 |
2.3.6 蛋白免疫印迹法检测甲基化相关蛋白表达 | 第35-36页 |
2.3.7 RT-PCR检测甲基化相关基因mRNA的相对表达量 | 第36-37页 |
2.3.8 RT-PCR检测阿霉素作用后甲基化相关miRNA的相对表达量 | 第37-38页 |
2.4 讨论 | 第38-42页 |
2.5 本章结论 | 第42-44页 |
第三章 阿霉素联合miRNA抑制剂体外抑制脑胶质瘤的研究 | 第44-63页 |
3.1 引言 | 第44-45页 |
3.2 实验部分 | 第45-50页 |
3.2.1 仪器和试剂 | 第45-46页 |
3.2.2 化疗药的配制 | 第46-47页 |
3.2.3 细胞培养 | 第47页 |
3.2.4 蛋白提取和Western Blot | 第47页 |
3.2.5 实时定量PCR | 第47-48页 |
3.2.6 划痕实验检测细胞迁移能力 | 第48页 |
3.2.7 Transwell检测细胞侵袭能力 | 第48-49页 |
3.2.8 统计学处理 | 第49-50页 |
3.3 实验结果 | 第50-58页 |
3.3.1 蛋白免疫印迹法检测miR-21抑制剂作用后DNMT1蛋白表达 | 第50页 |
3.3.2 蛋白免疫印迹法检测miR-21抑制剂作用后与甲基化相关蛋白表达 | 第50-51页 |
3.3.3 定量PCR检测miR-21抑制剂作用后4种miRNA表达水平的变化 | 第51-52页 |
3.3.4 蛋白免疫印迹法检测DOX与miR-21抑制剂联用对DNMT1以及相关蛋白表达水平的变化 | 第52-53页 |
3.3.5 定量PCR检测DOX与mi R-21抑制剂联用4种miRNA表达水平的变化 | 第53-55页 |
3.3.6 细胞划痕检测阿霉素与miR-21抑制剂联用对胶质瘤细胞迁移能力的影响 | 第55-56页 |
3.3.7 Transwell检测阿霉素与miR-21抑制剂联用对胶质瘤细胞侵袭能力的影响 | 第56-58页 |
3.4 讨论 | 第58-62页 |
3.5 本章结论 | 第62-63页 |
第四章 全文结论 | 第63-64页 |
参考文献 | 第64-72页 |
发表论文和参加科研情况说明 | 第72-73页 |
致谢 | 第73-74页 |