| 摘要 | 第12-14页 |
| Abstract | 第14-16页 |
| 英文缩略词 | 第17-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-32页 |
| 1.1. DNA损伤药物 | 第19-22页 |
| 1.1.1. 影响DNA活性的药物 | 第19-20页 |
| 1.1.2. 抗代谢药物 | 第20页 |
| 1.1.3. 拓扑异构酶抑制剂 | 第20-22页 |
| 1.2. 肿瘤细胞死亡方式 | 第22-27页 |
| 1.2.1. 细胞凋亡 | 第22-23页 |
| 1.2.2. 非凋亡细胞死亡途径 | 第23-27页 |
| 1.2.2.1. 细胞衰老 | 第24页 |
| 1.2.2.2. 细胞坏死 | 第24-25页 |
| 1.2.2.3. 细胞自噬 | 第25页 |
| 1.2.2.4. 有丝分裂灾难 | 第25-27页 |
| 1.2.2.5. 细胞空泡性死亡 | 第27页 |
| 1.3. 本学位论文主要研究工作和意义 | 第27-28页 |
| 参考文献 | 第28-32页 |
| 第二章 拓扑异构酶抑制剂的筛选 | 第32-74页 |
| 2.1. 引言 | 第32页 |
| 2.2. 实验部分 | 第32-41页 |
| 2.2.1. 化合物来源 | 第32页 |
| 2.2.2. 细胞株来源 | 第32页 |
| 2.2.3. 主要试剂和耗材 | 第32-34页 |
| 2.2.4. 主要仪器 | 第34-35页 |
| 2.2.5. 常用试剂的配制 | 第35-37页 |
| 2.2.6. 实验方法 | 第37-41页 |
| 2.2.6.1. 细胞的培养、传代和保藏 | 第37页 |
| 2.2.6.2. SRB法测定药物的抗肿瘤活性 | 第37页 |
| 2.2.6.3. 拓扑异构酶体外抑制活性的检测 | 第37-38页 |
| 2.2.6.4. Western Blot检测 | 第38-39页 |
| 2.2.6.5. 细胞周期分布的测定 | 第39-40页 |
| 2.2.6.6. 免疫荧光法 | 第40-41页 |
| 2.2.6.7. 单细胞凝胶电泳 | 第41页 |
| 2.2.6.8. 实验数据统计学分析 | 第41页 |
| 2.3. 结果与分析 | 第41-71页 |
| 2.3.1. 萘联苯类化合物和苯并呋喃类化合物 | 第41-49页 |
| 2.3.1.1. 抗肿瘤活性筛选 | 第42-44页 |
| 2.3.1.2. 体外拓扑异构酶抑制活性筛选 | 第44-46页 |
| 2.3.1.3. 化合物A4、A6、A12和A13体外拓扑异构酶抑制机制研究 | 第46-48页 |
| 2.3.1.4. 化合物A4和A6的抗肿瘤作用机制研究 | 第48-49页 |
| 2.3.2. 三联苯类化合物 | 第49-55页 |
| 2.3.2.1. 抗肿瘤活性筛选 | 第49-51页 |
| 2.3.2.2. 化合物HZ51和HZ61体外拓扑异构酶抑制活性评价 | 第51-53页 |
| 2.3.2.3. 化合物HZ51对MDA-MB-435细胞中拓扑异构酶水平的影响.. | 第53-54页 |
| 2.3.2.4. 化合物HZ61引起MDA-MB-435细胞周期停滞 | 第54-55页 |
| 2.3.3. 苯并吡咯类化合物 | 第55-63页 |
| 2.3.3.1. 抗肿瘤活性筛选 | 第55-58页 |
| 2.3.3.2. K10的抗肿瘤机制探究 | 第58-63页 |
| (1) K10对肿瘤细胞增殖的抑制作用 | 第58-59页 |
| (2) K10影响HeLa细胞中微管的形态并诱导细胞形成多极纺锤体 | 第59-61页 |
| (3) K10引起HeLa细胞中DNA单链断裂 | 第61-62页 |
| (4) K10上调HeLa细胞中周期相关蛋白的水平 | 第62-63页 |
| (5) K10引起MDA-MB-231细胞G2/M期阻滞 | 第63页 |
| 2.3.4. 木脂素类化合物 | 第63-68页 |
| 2.3.4.1. 抗肿瘤活性筛选 | 第63-67页 |
| 2.3.4.2. 体外拓扑异构酶抑制活性筛选 | 第67-68页 |
| 2.3.5. 间苯二酚类化合物 | 第68-69页 |
| 2.3.6. 其他化合物 | 第69-71页 |
| 2.3.6.1. 抗肿瘤活性筛选 | 第69-70页 |
| 2.3.6.2. 体外拓扑异构酶抑制活性筛选 | 第70-71页 |
| 2.4. 总结与讨论 | 第71-73页 |
| 参考文献 | 第73-74页 |
| 第三章 苯并吡咯类化合物K34诱导细胞成泡化并促进线粒体分裂 | 第74-113页 |
| 3.1. 引言 | 第74页 |
| 3.2. 实验部分 | 第74-78页 |
| 3.2.1. 细胞株来源 | 第74页 |
| 3.2.2. 主要试剂和耗材 | 第74-75页 |
| 3.2.3. 主要仪器 | 第75-76页 |
| 3.2.4. 实验使用的引物 | 第76页 |
| 3.2.5. 实验方法 | 第76-78页 |
| 3.2.5.1. Annexin V/PI双染法检测细胞凋亡 | 第76页 |
| 3.2.5.2. EGFP-Rab5A和EGFP-Rab7A慢病毒表达载体的构建 | 第76-78页 |
| 3.3. 结果与分析 | 第78-107页 |
| 3.3.1. K34能在体外选择性抑制Topo Ⅱα的催化活性 | 第78-79页 |
| 3.3.2. K34抑制多株肿瘤细胞的增殖 | 第79-81页 |
| 3.3.3. K34抑制肿瘤细胞增殖的作用不依赖于Topo Ⅱα | 第81页 |
| 3.3.4. K34诱导多株肿瘤细胞产生小泡 | 第81-82页 |
| 3.3.5. K34在U251细胞中的作用机制研究 | 第82-95页 |
| 3.3.5.1. K34对U251细胞具有一定的选择性 | 第82-83页 |
| 3.3.5.2. K34引起U251细胞凋亡的能力微弱 | 第83-84页 |
| 3.3.5.3. K34对U251细胞周期分布的影响微弱 | 第84-85页 |
| 3.3.5.4. K34诱导细胞成泡化的作用通过特定靶蛋白介导 | 第85-86页 |
| 3.3.5.5. K34诱导U251细胞产生的小泡不是自噬性囊泡 | 第86页 |
| 3.3.5.6. K34诱导产生的小泡是异常内吞途径生成晚期内体 | 第86-89页 |
| 3.3.5.7. Amiloride可以抑制K34的细胞成泡作用 | 第89-90页 |
| 3.3.5.8. 抑制细胞成泡可以减弱K34的细胞毒性 | 第90-91页 |
| 3.3.5.9. K34能促进U251细胞中线粒体的分裂 | 第91-93页 |
| 3.3.5.10. 抑制细胞成泡化不能减弱K34引起的线粒体分裂 | 第93-94页 |
| 3.3.5.11. 抑制AMPK能够增加K34的细胞毒性 | 第94-95页 |
| 3.3.6. K34在HCT116细胞中的作用机制研究 | 第95-107页 |
| 3.3.6.1. K34引起HCT116细胞凋亡的能力微弱 | 第95-96页 |
| 3.3.6.2. K34引起HCT116细胞自噬的能力微弱 | 第96-98页 |
| 3.3.6.3. K34诱导细胞产生的小泡具有晚期内体的特征 | 第98页 |
| 3.3.6.4. K34诱导细胞产生的小泡不来源于自噬或内质网压力 | 第98-100页 |
| 3.3.6.5. K34促进HCT116细胞的巨胞饮 | 第100-101页 |
| 3.3.6.6. K34促进细胞巨胞饮的作用不通过Ras/Rac1途径 | 第101-102页 |
| 3.3.6.7. K34能促进HCT116细胞中线粒体的分裂 | 第102页 |
| 3.3.6.8. K34不引起HCT116细胞中线粒体膜电位变化 | 第102-104页 |
| 3.3.6.9. K34激活细胞内AMPK且抑制AMPK活性能增加K34的细胞毒性 | 第104-105页 |
| 3.3.6.10. K34使HCT116细胞产生DNA损伤 | 第105-106页 |
| 3.3.6.11. K34使HCT116细胞产生DNA泄露 | 第106-107页 |
| 3.4. 总结与讨论 | 第107-110页 |
| 参考文献 | 第110-113页 |
| 在学期间发表的论文 | 第113-114页 |
| 致谢 | 第114-115页 |
| 学位论文评阅及答辩情况表 | 第115页 |
