| 摘要 | 第5-9页 |
| ABSTRACT | 第9-13页 |
| 第一章 引言 | 第19-35页 |
| 1.1 造血干细胞及其自我更新 | 第19-22页 |
| 1.1.1 造血干细胞的发育与分化 | 第19-20页 |
| 1.1.2 造血干细胞自我更新及其调控机制 | 第20-21页 |
| 1.1.3 正向遗传学筛选突变株的意义 | 第21-22页 |
| 1.2 斑马鱼背景知识介绍 | 第22-35页 |
| 1.2.1 斑马鱼作为模式生物的历史 | 第22-23页 |
| 1.2.2 斑马鱼作为模式生物的独特优势 | 第23-25页 |
| 1.2.3 斑马鱼早期胚胎的发育 | 第25-29页 |
| 1.2.3.1 受精卵期(0-3/4h) | 第26页 |
| 1.2.3.2 分裂期(3/4-2(1/4)h) | 第26页 |
| 1.2.3.3 囊胚期(2(1/4)-5(1/4)h) | 第26页 |
| 1.2.3.4 原肠胚期(5(1/4)-10 h) | 第26-27页 |
| 1.2.3.5 体节期(10-24 h) | 第27页 |
| 1.2.3.6 咽裂期(24-48 h) | 第27-28页 |
| 1.2.3.7 孵化期(48-72 h) | 第28页 |
| 1.2.3.8 早期幼鱼期 | 第28-29页 |
| 1.2.4 运用斑马鱼研究造血发育的生物学依据 | 第29-31页 |
| 1.2.4.1 利用斑马鱼研究造血发育的解剖学依据 | 第29-30页 |
| 1.2.4.2 斑马鱼研究造血发育的分子生物学基础 | 第30-31页 |
| 1.2.5 斑马鱼在生命科学研究中的应用 | 第31-35页 |
| 1.2.5.1 遗传与发育生物学 | 第31-32页 |
| 1.2.5.2 发现新的基因 | 第32页 |
| 1.2.5.3 神经生理学和行为学研究 | 第32-33页 |
| 1.2.5.4 在人类疾病中的应用 | 第33-34页 |
| 1.2.5.5 斑马鱼在药物筛选上的应用 | 第34-35页 |
| 第二章 利用正向遗传学方法筛选影响斑马鱼自我更新的突变株 | 第35-55页 |
| 2.1 前言 | 第35-39页 |
| 2.1.1 化学诱变剂ENU的简介 | 第35-36页 |
| 2.1.2 正向遗传学筛选的具体策略 | 第36-39页 |
| 2.2 材料和方法 | 第39-46页 |
| 2.2.1 实验用鱼及其喂养 | 第39页 |
| 2.2.2 ENU处理的过程 | 第39-40页 |
| 2.2.3 遗传家系的获得和突变家系筛选 | 第40-41页 |
| 2.2.4 突变家系的互补分析 | 第41页 |
| 2.2.5 全胚胎原位杂交探针制备 | 第41-42页 |
| 2.2.6 全胚胎原位杂交 | 第42-45页 |
| 2.2.7 试剂 | 第45-46页 |
| 2.2.7.1 ENU处理试剂 | 第45页 |
| 2.2.7.2 原位杂交探针体外合成 | 第45页 |
| 2.2.7.3 全胚胎原位杂交(WISH) | 第45-46页 |
| 2.3 结果 | 第46-52页 |
| 2.3.1 筛选结果总结 | 第46-47页 |
| 2.3.2 突变株的造血表型描述 | 第47-52页 |
| 2.3.2.1 突变株的定向造血干细胞有明显增加 | 第47-48页 |
| 2.3.2.2 突变株的各系造血都有明显增加 | 第48-49页 |
| 2.3.2.3 突变株的各系造血的增加由3dpf开始 | 第49-51页 |
| 2.3.2.4 突变株的原始造血不受影响 | 第51-52页 |
| 2.4 讨论 | 第52-55页 |
| 第三章 突变家系的定位克隆 | 第55-80页 |
| 3.1 前言 | 第55-56页 |
| 3.1.1 定位克隆的原理 | 第55-56页 |
| 3.1.2 基因组“兵乓” | 第56页 |
| 3.2 材料和方法 | 第56-74页 |
| 3.2.1 实验用鱼的准备 | 第56页 |
| 3.2.2 定位克隆的步骤 | 第56-58页 |
| 3.2.3 斑马鱼基因组DNA抽提及PCR | 第58-60页 |
| 3.2.3.1 斑马鱼单胚胎基因组DNA抽提 | 第58页 |
| 3.2.3.2 斑马鱼鱼尾巴基因组DNA抽提 | 第58-59页 |
| 3.2.3.3 PCR反应 | 第59页 |
| 3.2.3.4 电泳成像 | 第59-60页 |
| 3.2.4 单胚胎RT-PCR及候选基因测序 | 第60-61页 |
| 3.2.5 生物信息学方法的使用 | 第61-63页 |
| 3.2.6 定位克隆所需引物 | 第63-74页 |
| 3.3 结果 | 第74-78页 |
| 3.3.1 突变株的突变基因是c-cb/ | 第74-75页 |
| 3.3.2 证实突变 | 第75-77页 |
| 3.3.2.1 检测突变株祖父母与父母基因组DNA证实突变 | 第75-76页 |
| 3.3.2.2 排除多态性,证实突变的可信性 | 第76页 |
| 3.3.2.3 数据库比对证实突变 | 第76-77页 |
| 3.3.3 对于突变基因的保守性分析 | 第77-78页 |
| 3.3.4 斑马鱼c-cb/基因的表达模式 | 第78页 |
| 3.4 讨论 | 第78-80页 |
| 第四章 斑马鱼c-cb/基因点突变导致的骨髓增殖性疾病 | 第80-105页 |
| 4.1 前言 | 第80-82页 |
| 4.1.1 c-cb/基因简介 | 第80-82页 |
| 4.1.1.1 cb/基因结构 | 第80页 |
| 4.1.1.2 cb/是E3泛素蛋白连接酶 | 第80-81页 |
| 4.1.1.3 cb/基因参与各种不同类型的受体的信号通路 | 第81页 |
| 4.1.1.4 cb/基因调节蛋白酪氨酸激酶受体的泛素化 | 第81-82页 |
| 4.1.1.5 cb/基因是抑癌基因,可以调节自我更新 | 第82页 |
| 4.1.2 c-cb/基因研究进展 | 第82页 |
| 4.1.2.1 c-cb/基因敲除小鼠 | 第82页 |
| 4.1.2.2 人类c-cb/基因突变与骨髓增殖性恶性肿瘤MPN | 第82页 |
| 4.2 材料与方法 | 第82-90页 |
| 4.2.1 全胚胎原位杂交 | 第82-83页 |
| 4.2.2 Morpholino knockdown及显微注射 | 第83页 |
| 4.2.2.1 Morpholino设计 | 第83页 |
| 4.2.2.2 Morpholino测效 | 第83页 |
| 4.2.3 质粒构建 | 第83-84页 |
| 4.2.4 体外转录制备c-cb/基因的polyA加帽mRNA及显微注射 | 第84页 |
| 4.2.5 磷酸化组蛋白3(pH3)免疫染色 | 第84-85页 |
| 4.2.6 全胚胎介导的dUTP缺口标记(TUNEL)检测凋亡细胞 | 第85页 |
| 4.2.7 外周血涂片瑞氏吉姆萨染色 | 第85页 |
| 4.2.8 苏丹黑Sudan black染色 | 第85-86页 |
| 4.2.9 血红蛋白O-dianisidine染色 | 第86页 |
| 4.2.10 抑制剂处理 | 第86页 |
| 4.2.11 斑马鱼胚胎的Western Blot检测 | 第86-87页 |
| 4.2.11.1 去除斑马鱼胚胎卵黄囊 | 第86-87页 |
| 4.2.11.2 Western Blot | 第87页 |
| 4.2.12 所需试剂及引物 | 第87-90页 |
| 4.2.12.1 所需试剂 | 第87-89页 |
| 4.2.12.2 所需引物 | 第89-90页 |
| 4.3 结果 | 第90-101页 |
| 4.3.1 在功能上证实突变基因 | 第90-92页 |
| 4.3.1.1 Morpholino实验 | 第90-91页 |
| 4.3.1.2 mRNA rescue实验 | 第91-92页 |
| 4.3.2 突变株有明显的造血细胞增殖现象 | 第92-94页 |
| 4.3.2.1 白光照片证实有造血细胞增殖现象 | 第92页 |
| 4.3.2.2 PH3染色证实有造血细胞增殖现象 | 第92-93页 |
| 4.3.2.3 血涂片染色证实有原始细胞增殖现象 | 第93-94页 |
| 4.3.3 Sudan Black染色表明成熟粒细胞有明显的增殖 | 第94-95页 |
| 4.3.4 O-dianisidine染色 | 第95-96页 |
| 4.3.5 突变所致的骨髓增殖性疾病可能依赖于flt3信号通路 | 第96-101页 |
| 4.3.5.1 flt3 MO注射结果 | 第97-100页 |
| 4.3.5.2 flt3 inhibitor加药处理结果 | 第100-101页 |
| 4.4 讨论 | 第101-105页 |
| 参考文献 | 第105-112页 |
| 发表和待发表文章目录 | 第112-113页 |
| 致谢 | 第113-116页 |
| 综述 | 第116-124页 |
| 参考文献 | 第123-124页 |
