| 致谢 | 第6-7页 |
| 摘要 | 第7-9页 |
| Abstract | 第9-11页 |
| 缩略表 | 第12-20页 |
| 第一章 绪论 | 第20-50页 |
| 1.1 长期空间飞行面临的航天医学问题 | 第20-26页 |
| 1.1.1 失重对骨的影响 | 第20-22页 |
| 1.1.2 失重对认知功能的影响 | 第22-24页 |
| 1.1.3 失重对体液循环的影响 | 第24-25页 |
| 1.1.4 失重对其他生理系统的影响 | 第25页 |
| 1.1.5 组学在航天医学研究中的应用 | 第25-26页 |
| 1.2 miRNAs概述 | 第26-29页 |
| 1.2.1 miRNAs的发现 | 第26-27页 |
| 1.2.2 miRNAs对骨的调控作用 | 第27-28页 |
| 1.2.3 miRNA与海马认知功能 | 第28-29页 |
| 1.3 循环miRNAs概述 | 第29-37页 |
| 1.3.1 循环miRNAs的发现 | 第29-30页 |
| 1.3.2 循环miRNAs的特点 | 第30页 |
| 1.3.3 循环miRNAs的存在形式与分泌机制 | 第30-32页 |
| 1.3.4 循环miRNAs的内参研究 | 第32-33页 |
| 1.3.5 循环miRNAs与疾病诊断 | 第33-35页 |
| 1.3.5.1 循环miRNAs作为疾病的生物标志物 | 第33-34页 |
| 1.3.5.2 循环miRNAs作为骨质疏松的生物标志物 | 第34-35页 |
| 1.3.6 循环miRNAs作为信号分子参与组织或细胞间相互调控 | 第35-37页 |
| 1.3.7 循环miRNAs的组学研究 | 第37页 |
| 1.4 总结 | 第37-38页 |
| 参考文献 | 第38-50页 |
| 第二章 血清miRNAs内参基因的筛选与鉴定 | 第50-79页 |
| 2.1 引言 | 第50-51页 |
| 2.2 实验材料 | 第51-54页 |
| 2.2.1 实验动物与样品 | 第51页 |
| 2.2.2 实验仪器与耗材 | 第51-52页 |
| 2.2.3 实验试剂 | 第52-53页 |
| 2.2.4 溶液配制 | 第53-54页 |
| 2.3 实验方法 | 第54-65页 |
| 2.3.1 动物模型的建立 | 第54-56页 |
| 2.3.1.1 大鼠尾吊模型的建立 | 第54页 |
| 2.3.1.2 大鼠卵巢摘除模型的建立 | 第54-55页 |
| 2.3.1.3 猕猴头低位卧床模型的建立 | 第55-56页 |
| 2.3.2 实验动物取材 | 第56-57页 |
| 2.3.2.1 血液采集和血清分离 | 第56页 |
| 2.3.2.2 大鼠后肢骨分离 | 第56-57页 |
| 2.3.3 原代颅骨成骨细胞分离培养与骨向诱导 | 第57页 |
| 2.3.4 原代骨髓单核细胞破骨细胞向诱导分化 | 第57-58页 |
| 2.3.5 μCT检测分析 | 第58页 |
| 2.3.6 miRNAs的提取 | 第58-62页 |
| 2.3.6.1 血清miRNAs的提取 | 第58-59页 |
| 2.3.6.2 细胞总RNAs的提取 | 第59-60页 |
| 2.3.6.3 大鼠股骨总RNAs的提取 | 第60-61页 |
| 2.3.6.4 总RNAs的质量检测 | 第61-62页 |
| 2.3.7 尾吊大鼠血清miRNAs芯片检测 | 第62-63页 |
| 2.3.8 miRNA的表达检测 | 第63-65页 |
| 2.3.9 数据统计分析 | 第65页 |
| 2.4 实验结果 | 第65-73页 |
| 2.4.1 大鼠尾吊模型的建立 | 第65-66页 |
| 2.4.2 血清miRNAs候选内参基因的选择 | 第66-67页 |
| 2.4.3 血清miRNAs内参基因的选择与验证 | 第67-70页 |
| 2.4.4 miR-25-3p是模拟微重力模型稳定的血清miRNAs内参基因 | 第70-71页 |
| 2.4.5 miR-25-3p作为内参基因在骨质疏松模型中的稳定性 | 第71-73页 |
| 2.5 讨论 | 第73-75页 |
| 2.6 本章小结 | 第75页 |
| 参考文献 | 第75-79页 |
| 第三章 骨质疏松血清miRNAs标志物的筛选 | 第79-95页 |
| 3.1 引言 | 第79-80页 |
| 3.2 实验材料 | 第80-81页 |
| 3.2.1 实验动物与样品 | 第80页 |
| 3.2.2 实验仪器与耗材 | 第80页 |
| 3.2.3 实验试剂 | 第80-81页 |
| 3.3 实验方法 | 第81-83页 |
| 3.3.1 血清样品的获取 | 第81页 |
| 3.3.2 OVX大鼠血清miRNAs芯片检测 | 第81页 |
| 3.3.3 血清miRNA的提取与检测 | 第81-82页 |
| 3.3.4 数据统计分析 | 第82-83页 |
| 3.4 实验结果 | 第83-89页 |
| 3.4.1 大鼠OVX模型中差异表达的血清miRNAs | 第83-84页 |
| 3.4.2 血清miRNAs作为绝经后骨质疏松的潜在标志物 | 第84-87页 |
| 3.4.3 血清miRNAs作为模拟失重性骨丢失的潜在标志物 | 第87-89页 |
| 3.5 讨论 | 第89-91页 |
| 3.6 本章小结 | 第91页 |
| 参考文献 | 第91-95页 |
| 第四章 血清miRNAs表达谱与代谢组学的联合分析 | 第95-106页 |
| 4.1 引言 | 第95页 |
| 4.2 实验材料 | 第95-96页 |
| 4.2.1 实验动物与样品 | 第95页 |
| 4.2.2 实验仪器与耗材 | 第95-96页 |
| 4.2.3 实验试剂 | 第96页 |
| 4.3 实验方法 | 第96-98页 |
| 4.3.1 血清样品的获取与检测 | 第96页 |
| 4.3.2 血清代谢组学检测 | 第96-98页 |
| 4.3.2.1 血清样本预处理 | 第96-97页 |
| 4.3.2.2 血清样本LC-MS分析 | 第97页 |
| 4.3.2.3 血清样本数据预处理 | 第97页 |
| 4.3.2.4 数据多变量分析和代谢标志物鉴定 | 第97-98页 |
| 4.3.3 生物信息学分析 | 第98页 |
| 4.3.4 数据统计分析 | 第98页 |
| 4.4 实验结果 | 第98-104页 |
| 4.4.1 大鼠尾吊模型中差异表达的血清miRNAs | 第98-102页 |
| 4.4.2 尾吊大鼠血清代谢组的检测与分析 | 第102-103页 |
| 4.4.3 尾吊大鼠血清miRNAs芯片和代谢组的联合分析 | 第103-104页 |
| 4.5 讨论 | 第104页 |
| 4.6 本章小结 | 第104-105页 |
| 参考文献 | 第105-106页 |
| 第五章 大鼠尾吊模拟微重力对海马的影响 | 第106-126页 |
| 5.1 引言 | 第106页 |
| 5.2 实验材料 | 第106-109页 |
| 5.2.1 实验动物与细胞 | 第106-107页 |
| 5.2.2 实验仪器与耗材 | 第107页 |
| 5.2.3 实验试剂 | 第107-109页 |
| 5.2.4 溶液配制 | 第109页 |
| 5.3 实验方法 | 第109-116页 |
| 5.3.1 mRNAs的表达检测 | 第109-111页 |
| 5.3.2 组织/细胞蛋白提取 | 第111-112页 |
| 5.3.2.1 海马组织蛋白提取 | 第111-112页 |
| 5.3.2.2 细胞蛋白提取 | 第112页 |
| 5.3.2.3 蛋白浓度测定 | 第112页 |
| 5.3.3 AQP4基因3'-UTR荧光素酶报告基因质粒构建 | 第112-115页 |
| 5.3.3.1 AQP4的3'-UTR扩增 | 第112-113页 |
| 5.3.3.2 荧光素酶报告基因载体准备 | 第113-114页 |
| 5.3.3.3 重组质粒构建 | 第114-115页 |
| 5.3.4 Western blot检测蛋白表达 | 第115页 |
| 5.3.5 细胞转染 | 第115-116页 |
| 5.3.6 双荧光素酶报告基因检测 | 第116页 |
| 5.3.7 数据统计分析 | 第116页 |
| 5.4 实验结果 | 第116-121页 |
| 5.4.1 尾吊模拟微重力对大鼠海马组织miRNAs/mRNAs表达的影响 | 第116-119页 |
| 5.4.2 尾吊模拟微重力对大鼠海马组织蛋白表达的影响 | 第119-120页 |
| 5.4.3 AQP4是miR-383-5p的靶基因 | 第120-121页 |
| 5.5 讨论 | 第121-123页 |
| 5.6 本章小结 | 第123页 |
| 参考文献 | 第123-126页 |
| 第六章 结论与展望 | 第126-128页 |
| 附录Ⅰ | 第128-129页 |
| 附录Ⅱ | 第129页 |
