| 中文摘要 | 第10-12页 |
| Abtsract | 第12页 |
| 第一章 丙型肝炎病毒(HCV) | 第14-29页 |
| 1.1 病毒简介 | 第14页 |
| 1.2 HCV结构介绍 | 第14-20页 |
| 1.2.1 HCV基因组 | 第14-15页 |
| 1.2.2 HCV的蛋白组成 | 第15-20页 |
| 1.3 HCV的复制机制 | 第20-25页 |
| 1.3.1 HCV复制位点 | 第22-24页 |
| 1.3.2 HCV RNA合成 | 第24-25页 |
| 1.4 HCV调节肝脏脂肪代谢 | 第25-29页 |
| 1.4.1 固醇调节元件结合蛋白(SREBPs) | 第25-27页 |
| 1.4.2 HCV对SREBPs的激活 | 第27-29页 |
| 第二章 细胞色素P450酶家族4亚家族F12羟化酶 | 第29-42页 |
| 2.1 细胞色素P450酶家族4 | 第29-33页 |
| 2.1.1 细胞色素P450酶家族4亚家族A | 第30-31页 |
| 2.1.2 细胞色素P450酶家族4亚家族B | 第31页 |
| 2.1.3 细胞色素P450酶家族4亚家族F | 第31-33页 |
| 2.2 CYP家族4在疾病中的作用 | 第33-37页 |
| 2.2.1 CYP4在高血压和血管疾病中的作用 | 第33-34页 |
| 2.2.2 CYP4在炎症中的作用 | 第34-35页 |
| 2.2.3 CYP4A和CYP4F与脂肪性肝病 | 第35-37页 |
| 2.3 CYP家族4基因的表达调控 | 第37-38页 |
| 2.4 细胞色素P450酶家族4亚家族F12羟基化酶(CYP4F12) | 第38-42页 |
| 2.4.1 CYP4F12的ω-羟基化和功能 | 第38-40页 |
| 2.4.2 CYP4F12的基因表达调控 | 第40-42页 |
| 第三章 HCV Core、NS5A、NS5B相互作用蛋白筛选 | 第42-48页 |
| 3.1 实验材料 | 第42-43页 |
| 3.1.1 人肝cDNA文库 | 第42页 |
| 3.1.2 酵母与细菌 | 第42页 |
| 3.1.3 质粒构建 | 第42页 |
| 3.1.4 试剂 | 第42页 |
| 3.1.5 仪器 | 第42-43页 |
| 3.2 实验方法 | 第43-45页 |
| 3.2.1 cDNA文库的获得 | 第43-44页 |
| 3.2.2 酵母感受态的制备和转化 | 第44页 |
| 3.2.3 酵母的二次转化cDNA文库 | 第44-45页 |
| 3.2.4 鉴定阳性克隆 | 第45页 |
| 3.3 实验结果 | 第45-46页 |
| 3.4 讨论 | 第46-48页 |
| 第四章 CYP4F12通过NS5B相互作用促进HCV复制 | 第48-69页 |
| 4.1 实验材料 | 第48-50页 |
| 4.1.1 细胞与病毒 | 第48页 |
| 4.1.2 表达质粒和干扰RNA构建 | 第48-49页 |
| 4.1.3 试剂 | 第49页 |
| 4.1.4 仪器 | 第49-50页 |
| 4.2 实验方法 | 第50-61页 |
| 4.2.1 细胞的培养 | 第50页 |
| 4.2.2 转染 | 第50-51页 |
| 4.2.3 RNA提取和相对含量测定 | 第51-52页 |
| 4.2.4 实时荧光定量PCR(Quantitative Real-time PCR) | 第52-54页 |
| 4.2.5 蛋白质免疫印迹实验 | 第54-56页 |
| 4.2.6 体外转录获得转染用HCV复制子RNA | 第56-57页 |
| 4.2.7 HCV JFH-1株活病毒的扩增 | 第57-58页 |
| 4.2.8 HCV复制子荧光素酶报告实验 | 第58页 |
| 4.2.9 制备HCV粗制复制复合物(CRC) | 第58-59页 |
| 4.2.10 构建shRNA表达质粒 | 第59-61页 |
| 4.3 实验结果 | 第61-67页 |
| 4.3.1 文库筛选基因siRNA对HCV复制子荧光的影响 | 第61-62页 |
| 4.3.2 CYP4F12和诱饵蛋白HCV NS5B直接相互作用 | 第62-63页 |
| 4.3.3 过表达CYP4F12促进HCV病毒复制 | 第63-64页 |
| 4.3.4 敲减CYP4F12表达抑制HCV病毒复制 | 第64-65页 |
| 4.3.5 CYP4F12通过NS5B的RNA合成影响HCV复制 | 第65-66页 |
| 4.3.6 CYP4F12不影响细胞的抗病毒反应 | 第66-67页 |
| 4.4 讨论 | 第67-69页 |
| 第五章 CYP4F12启动子分析 | 第69-82页 |
| 5.1 实验材料 | 第69-70页 |
| 5.1.1 病毒 | 第69页 |
| 5.1.2 质粒 | 第69页 |
| 5.1.3 实验试剂 | 第69页 |
| 5.1.4 仪器 | 第69-70页 |
| 5.2 实验方法 | 第70-74页 |
| 5.2.1 病毒的扩增 | 第70页 |
| 5.2.2 荧光素酶报告质粒构建 | 第70-71页 |
| 5.2.3 细胞转染 | 第71页 |
| 5.2.4 启动子荧光素酶检测实验 | 第71页 |
| 5.2.5 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第71-73页 |
| 5.2.6 cDNA获得 | 第73页 |
| 5.2.7 实时荧光定量PCR | 第73页 |
| 5.2.8 蛋白质免疫印迹 | 第73-74页 |
| 5.3 实验结果 | 第74-79页 |
| 5.3.1 仙台病毒(SeV)感染能够上调CYP4F12表达 | 第74-75页 |
| 5.3.2 p50和SREBP1参与激活CYP4F12启动子 | 第75页 |
| 5.3.3 启动子区截短对激活的影响 | 第75-76页 |
| 5.3.4 启动子区点突变确认转录因子结合位点 | 第76-77页 |
| 5.3.5 p50和SREBP1之间没有协同激活作用 | 第77-78页 |
| 5.3.6 p50和SREBP1之间存在相互竞争 | 第78-79页 |
| 5.4 讨论 | 第79-82页 |
| 第六章 HCV对CYP4F12表达调控 | 第82-92页 |
| 6.1 实验材料 | 第82页 |
| 6.1.1 细胞与病毒 | 第82页 |
| 6.1.2 质粒 | 第82页 |
| 6.1.3 实验试剂 | 第82页 |
| 6.2 实验方法 | 第82-84页 |
| 6.2.1 细胞感染 | 第82页 |
| 6.2.2 细胞转染 | 第82页 |
| 6.2.3 启动子荧光素酶检测实验 | 第82-83页 |
| 6.2.4 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第83页 |
| 6.2.5 cDNA获得 | 第83页 |
| 6.2.6 实时荧光定量PCR | 第83页 |
| 6.2.7 蛋白质免疫印迹 | 第83-84页 |
| 6.3 实验结果 | 第84-89页 |
| 6.3.1 HCV感染上调CYP4F12 mRNA表达 | 第84页 |
| 6.3.2 HCV促进SREBP1和p50表达 | 第84-86页 |
| 6.3.3 HCV蛋白对CYP4F12表达的影响 | 第86-87页 |
| 6.3.4 HCV NS3/4A通过SREBP1上调CYP4F12表达 | 第87页 |
| 6.3.5 HCV感染对CYP4F家族成员表达的影响 | 第87-88页 |
| 6.3.6 HCV通过SREBP1上调CYP4F11和CYP4F12表达 | 第88-89页 |
| 6.4 讨论 | 第89-92页 |
| 第七章 论文研究意义和总结 | 第92-93页 |
| 参考文献 | 第93-111页 |
| 附录 | 第111-116页 |
| 附录1 论文使用引物 | 第111-112页 |
| 附录2 部分试剂配制 | 第112-115页 |
| 附录3 博士研究生期间发表论文 | 第115-116页 |
| 致谢 | 第116-117页 |
