| 摘要 | 第5-7页 |
| abstract | 第7-9页 |
| 绪论 | 第14-17页 |
| 第一节 可缓释SHH脊髓去细胞支架的构建 | 第17-33页 |
| 1 试验材料 | 第17-21页 |
| 1.1 实验动物 | 第17页 |
| 1.2 试验仪器 | 第17页 |
| 1.3 试验试剂 | 第17-18页 |
| 1.4 工作液配制 | 第18-21页 |
| 2 实验方法 | 第21-27页 |
| 2.1 脊髓去细胞支架的制备 | 第21页 |
| 2.2 制备的脊髓去细胞支架的鉴定 | 第21-26页 |
| 2.3 统计处理 | 第26-27页 |
| 3 结果 | 第27-33页 |
| 3.1 脊髓去细胞支架的测定结果 | 第27-29页 |
| 3.2 京尼平交联的脊髓去细胞支架 | 第29-31页 |
| 3.3 ASCSs-GP-SHH的持续缓释性能 | 第31-33页 |
| 第二节 外胚层间充质干细胞的分离、培养和鉴定 | 第33-38页 |
| 1 实验材料 | 第33-34页 |
| 1.1 实验仪器 | 第33页 |
| 1.2 实验试剂与药品 | 第33页 |
| 1.3 主要工作液配制 | 第33-34页 |
| 2 实验方法 | 第34-36页 |
| 2.1 外胚层间充质干细胞的原代培养 | 第34页 |
| 2.2 MTT检测细胞增殖能力 | 第34-35页 |
| 2.3 免疫荧光检测EMSCs的表面标记物 | 第35-36页 |
| 3 结果 | 第36-38页 |
| 3.1 EMSCs的原代形态学观察 | 第36-37页 |
| 3.2 EMSCs的细胞生长曲线 | 第37-38页 |
| 第三节 ASCSs-GP-SHH对EMSCs增殖与分化的影响 | 第38-48页 |
| 1 实验器材 | 第38-40页 |
| 1.1 实验仪器 | 第38页 |
| 1.2 实验试剂 | 第38页 |
| 1.3 主要工作液配制 | 第38-40页 |
| 2 实验方法 | 第40-44页 |
| 2.1 MTT检测ASCSs-GP-SHH对EMSCs增殖的影响 | 第40-41页 |
| 2.2 免疫荧光和Westernblot法检测ASCSs-GP-SHH对EMSCs分化的影响 | 第41-44页 |
| 3 结果 | 第44-48页 |
| 3.1 各组支架与EMSCs的体外生物相容性 | 第44-45页 |
| 3.2 ASCSs-GP(5mg/ml)-SHH对EMSCs的诱导分化 | 第45-48页 |
| 第四节 大鼠脊髓损伤模型的构建 | 第48-51页 |
| 1 实验材料 | 第48页 |
| 1.1 实验动物 | 第48页 |
| 1.2 实验器材 | 第48页 |
| 2 实验方法 | 第48-49页 |
| 3 结果 | 第49-51页 |
| 第五节 观察移植ASCSs-GP-SHH对大鼠SCI的修复效果 | 第51-57页 |
| 1 实验材料 | 第51页 |
| 1.1 实验仪器 | 第51页 |
| 1.2 实验试剂与药品 | 第51页 |
| 1.3 主要工作液配制 | 第51页 |
| 2 实验方法 | 第51-53页 |
| 2.1 ASCSs-GP-SHH对大鼠脊髓损伤下肢功能恢复的影响 | 第51-52页 |
| 2.2 Westernblot法检测脊髓损伤修复效果 | 第52-53页 |
| 2.3 免疫组织化学染色法检测脊髓损伤修复效果 | 第53页 |
| 3 结果 | 第53-57页 |
| 3.1 大鼠后肢运动功能评分 | 第53-54页 |
| 3.2 脊髓损伤平面组织形态学分析 | 第54-56页 |
| 3.3 脊髓组织内相关分子的蛋白表达水平检测 | 第56-57页 |
| 讨论 | 第57-59页 |
| 结论 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-65页 |
| 综述 | 第65-76页 |
| 参考文献 | 第70-76页 |
| 致谢 | 第76-78页 |
| 攻读硕士期间发表学术论文 | 第78页 |
