| 中文摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略语/符号说明 | 第12-14页 |
| 前言 | 第14-18页 |
| 研究现状、成果 | 第14-17页 |
| 研究目的、方法 | 第17-18页 |
| 一、hUCMSCs的分离培养与鉴定 | 第18-29页 |
| 1.1 对象和方法 | 第18-21页 |
| 1.1.1 实验对象 | 第18页 |
| 1.1.2 主要仪器材料 | 第18页 |
| 1.1.3 主要试剂 | 第18-19页 |
| 1.1.4 实验方法 | 第19-21页 |
| (1)hUCMSCs原代分离培养 | 第19页 |
| (2)hUCMSCs生长曲线测定 | 第19-20页 |
| (3)hUCMSCs细胞周期检测 | 第20页 |
| (4)hUCMSCs表面标记物鉴定 | 第20页 |
| (5)hUCMSCs成骨分化鉴定 | 第20页 |
| (6)hUCMSCs成脂分化鉴定 | 第20-21页 |
| 1.2 结果 | 第21-24页 |
| 1.2.1 hUCMSCs不同代次形态学观察 | 第21页 |
| 1.2.2 hUCMSCs生长周期曲线制作 | 第21-22页 |
| 1.2.3 hUCMSCs细胞周期检测 | 第22-23页 |
| 1.2.4 hUCMSCs表面标记物的表达 | 第23页 |
| 1.2.5 hUCMSCs成骨诱导分化鉴定 | 第23-24页 |
| 1.2.6 hUCMSCs成脂诱导分化鉴定 | 第24页 |
| 1.3 讨论 | 第24-28页 |
| 1.3.1 MSCs治疗DR | 第24-26页 |
| 1.3.2 hUCMSCs的优势 | 第26-27页 |
| 1.3.3 hUCMSCs的分离与鉴定 | 第27-28页 |
| 1.4 小结 | 第28-29页 |
| 二、LIF过表达及过表达LIF重组慢病毒的制备 | 第29-44页 |
| 2.1 对象和方法 | 第29-37页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第29页 |
| 2.1.2 主要仪器材料 | 第29页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第29-30页 |
| 2.1.4 实验方法 | 第30-37页 |
| (1)pCDH1-MCS1-EF1-copGFP/LIF质粒的构建 | 第30-33页 |
| (2)靶基因重组质粒pCDH1-MCS1-EF1-copGFP/LIF,pSRL-PACK-GAG,pSRL-PACK-REV,pSRL-VSV-G的大提及纯化 | 第33-34页 |
| (3)慢病毒包装 | 第34-35页 |
| (4)慢病毒的浓缩 | 第35-36页 |
| (5)慢病毒滴度测定 | 第36-37页 |
| 2.2 实验结果 | 第37-39页 |
| 2.2.1 pCDH1-MCS1-EF1-copGFP/LIF质粒的构建 | 第37-38页 |
| 2.2.2 慢病毒包装图片及滴度检测 | 第38-39页 |
| 2.3 讨论 | 第39-43页 |
| 2.3.1 LIF信号研究进展 | 第39-41页 |
| 2.3.2 LIF对糖尿病作用 | 第41-43页 |
| 2.4 小结 | 第43-44页 |
| 三、过表达LIF的hUCMSCs稳转细胞系的建立及功能研究 | 第44-62页 |
| 3.1 对象和方法 | 第44-51页 |
| 3.1.1 实验对象 | 第44页 |
| 3.1.2 主要仪器材料 | 第44页 |
| 3.1.3 主要试剂 | 第44-45页 |
| 3.1.4 实验方法 | 第45-51页 |
| (1)稳定细胞系的筛选 | 第45-46页 |
| (2)荧光定量PCR验证过表达效果 | 第46-48页 |
| (3)体外比较转染LIF后的hUCMSCs与未转染的hUCMSCs的增殖、分化、凋亡的变化 | 第48-49页 |
| (4)ELISA方法检测免疫调节因子IFN-γ,IL-4,神经营养因子NT-4的变化 | 第49-50页 |
| (5)体外转染LIF对hUCMSCs迁移能力的影响 | 第50页 |
| (6)统计分析 | 第50-51页 |
| 3.2 实验结果 | 第51-55页 |
| 3.2.1 稳定细胞系建立 | 第51-52页 |
| 3.2.2 荧光定量PCR验证过表达效果 | 第52页 |
| 3.2.3 MTT实验检测细胞增殖 | 第52页 |
| 3.2.4 PNPP法检测细胞分化 | 第52-53页 |
| 3.2.5 AnnexinV-FITC／PE双染法检测细胞凋亡 | 第53页 |
| 3.2.6 ELISA方法检测免疫调节因子IFN-γ | 第53-54页 |
| 3.2.7 ELISA方法检测免疫调节因子IL-4 | 第54页 |
| 3.2.8 ELISA方法检测神经营养因子NT-4 | 第54-55页 |
| 3.2.9 Transwell检测LIF对hUCMSCs细胞的迁移能力影响 | 第55页 |
| 3.3 讨论 | 第55-61页 |
| 3.3.1 LIF对hUCMSCs增殖、分化、凋亡的作用 | 第55-57页 |
| 3.3.2 LIF-hUCMSCs中IL-4、IFN-γ和NT-4的表达以及对DR影响 | 第57-60页 |
| 3.3.3 LIF增强hUCMSCs的迁移能力 | 第60-61页 |
| 3.4 小结 | 第61-62页 |
| 四、LIF-hUCMSCs移植治疗DR的机制研究 | 第62-84页 |
| 4.1 对象和方法 | 第62-71页 |
| 4.1.1 实验对象 | 第62页 |
| 4.1.2 主要仪器材料 | 第62-63页 |
| 4.1.3 主要试剂 | 第63页 |
| 4.1.4 实验方法 | 第63-71页 |
| (1)腹腔注射STZ构建糖尿病视网膜病变模型 | 第63-65页 |
| (2)玻璃体腔注射 | 第65页 |
| (3)F-ERG检测暗适应视网膜功能 | 第65-66页 |
| (4)FITC-dextran荧光造影铺片 | 第66页 |
| (5)HE染色观察视网膜各层结构 | 第66页 |
| (6)荧光定量PCR检测各组APN和hs-CRP表达 | 第66-68页 |
| (7)WesternBlot检测各组APN/hs-CRP蛋白表达量 | 第68-70页 |
| (8)ELISA检测NT4的表达 | 第70-71页 |
| (9)统计分析 | 第71页 |
| 4.2 实验结果 | 第71-79页 |
| 4.2.1 实验大鼠情况 | 第71-72页 |
| 4.2.2 实验大鼠视网膜HE染色 | 第72-73页 |
| 4.2.3 F-ERG检测各组暗适应视网膜功能 | 第73页 |
| 4.2.4 FITC-dextran荧光造影铺片 | 第73-74页 |
| 4.2.5 HE染色观察各组视网膜各层结构 | 第74-75页 |
| 4.2.6 荧光定量PCR检测各组APN和hs-CRP表达 | 第75-78页 |
| 4.2.7 WB检测检测各组APN和hs-CRP表达 | 第78页 |
| 4.2.8 ELISA检测各组NT4的表达 | 第78-79页 |
| 4.3 讨论 | 第79-83页 |
| 4.3.1 APN、hs-CRP调节DR | 第79-82页 |
| 4.3.2 神经营养因子调节DR | 第82-83页 |
| 4.4 小结 | 第83-84页 |
| 全文结论 | 第84-86页 |
| 论文创新点 | 第86-87页 |
| 参考文献 | 第87-101页 |
| 发表论文和参加科研情况说明 | 第101-102页 |
| 综述 间充质干细胞治疗糖尿病性视网膜病变研究进展 | 第102-122页 |
| 综述参考文献 | 第111-122页 |
| 致谢 | 第122-123页 |
| 个人简历 | 第123页 |
