| 摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6页 |
| 第一章 绪论 | 第9-11页 |
| 1.1 研究背景 | 第9页 |
| 1.2 论文组织结构 | 第9-11页 |
| 第二章 文献综述 | 第11-19页 |
| 2.1 生物膜的组成和性质 | 第11-12页 |
| 2.2 模型生物膜的构建方法 | 第12-14页 |
| 2.3 磷脂酶A_2的生物学功能和水解机制研究 | 第14-17页 |
| 2.4 和频振动光谱(SFG)原理和应用 | 第17-18页 |
| 2.5 硅量子点的性质、功能和发展现状 | 第18页 |
| 2.6 本章小结 | 第18-19页 |
| 第三章 实验原理 | 第19-23页 |
| 3.1 LSCM和多荧光标记共定位研究 | 第19-20页 |
| 3.2 基于CaF_2棱镜和磷脂双分子层的SFG研究体系 | 第20-21页 |
| 3.3 其他荧光标记方法的探究——硅量子点的制备 | 第21-22页 |
| 3.4 磷脂双分子层的优化方案——软基底双层膜的制备 | 第22页 |
| 3.4.1 二氧化硅微球支撑磷脂双分子层制备 | 第22页 |
| 3.5 本章小结 | 第22-23页 |
| 第四章 实验部分 | 第23-29页 |
| 4.1 材料和试剂 | 第23页 |
| 4.2 仪器和设备 | 第23页 |
| 4.3 实验方法 | 第23-28页 |
| 4.3.1 用于荧光共聚焦显微镜观测的磷脂双分子层制备(囊泡融合法) | 第23-24页 |
| 4.3.2 用于SFG实验的磷脂双分子层制备(LB/LS法) | 第24页 |
| 4.3.3 LSCM观测荧光标记的磷脂双分子层 | 第24-25页 |
| 4.3.4 用Matlab进行LCSM图像的亮度分析 | 第25页 |
| 4.3.5 SFG光谱的采集 | 第25-26页 |
| 4.3.6 ATR-FTIR光谱的采集 | 第26页 |
| 4.3.7 PLA_2-FITC分子的合成 | 第26页 |
| 4.3.8 荧光硅量子点的制备和表征 | 第26-27页 |
| 4.3.9 软基底磷脂双分子层的制备 | 第27页 |
| 4.3.10 二氧化硅微球支撑磷脂双分子层的制备 | 第27-28页 |
| 4.4 本章小结 | 第28-29页 |
| 第五章 实验结果与分析 | 第29-41页 |
| 5.1 基于LSCM观测的界面微观结构探究 | 第29-32页 |
| 5.1.1 形态学变化和产物空间分布 | 第29-30页 |
| 5.1.2 钙离子对水解的作用探究 | 第30-31页 |
| 5.1.3 用Matlab进行图像亮度分析 | 第31-32页 |
| 5.2 基于SFG光谱的界面分子结构探究 | 第32-35页 |
| 5.2.1 磷脂酶A_2的分子取向变化 | 第32-34页 |
| 5.2.2 SFG图表拟合公式和参数 | 第34-35页 |
| 5.3 ATR-FTIR光谱技术进行水解动力学探究 | 第35页 |
| 5.3.1 脱附动力学过程 | 第35页 |
| 5.3.2 ATR-FTIR拟合公式和参数 | 第35页 |
| 5.4 硅量子点的制备和表征结果 | 第35-38页 |
| 5.5 模型生物膜的优化 | 第38-39页 |
| 5.5.1 PEG软基底磷脂双分子层的制备及其水解研究 | 第38-39页 |
| 5.5.2 二氧化硅微球支撑双分子层的制备 | 第39页 |
| 5.6 本章小结 | 第39-41页 |
| 第六章 总结与展望 | 第41-43页 |
| 致谢 | 第43-45页 |
| 参考文献 | 第45-51页 |
| 作者简介 | 第51页 |
