| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-7页 |
| 中英文缩略词表 | 第10-12页 |
| 第1章 引言 | 第12-15页 |
| 第2章 材料与方法 | 第15-32页 |
| 2.1 实验材料 | 第15-17页 |
| 2.1.1 实验细胞株、质粒、菌种 | 第15页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第15-16页 |
| 2.1.3 主要实验仪器 | 第16-17页 |
| 2.2 实验方法 | 第17-32页 |
| 2.2.1 器材的消毒、灭菌 | 第17-18页 |
| 2.2.2 器材的去RNA酶处理 | 第18页 |
| 2.2.3 相关实验液体的配制 | 第18-20页 |
| 2.2.4 HUVECs的培养 | 第20页 |
| 2.2.5 CT-1真核表达载体的构建 | 第20-22页 |
| 2.2.6 重组质粒pEGFP-N1-CTF1-GFP的鉴定 | 第22页 |
| 2.2.7 重组质粒的提取及浓度的测量与计算 | 第22-23页 |
| 2.2.8 脂质体介导质粒转染HUVECs | 第23-24页 |
| 2.2.9 qRT-PCR 检测各基因mRNA的表达(CT-1mRNA、eNOSmRNA) | 第24-27页 |
| 2.2.10 Western blot检测各基因蛋白的表达 | 第27-28页 |
| 2.2.11 MTT检测HUVECs增殖 | 第28页 |
| 2.2.12 Transwell检测HUVECs迁移 | 第28-29页 |
| 2.2.13 体外血管腔形成实验 | 第29页 |
| 2.2.14 高效液相色谱法检测ADMA浓度及DDAH活性 | 第29-30页 |
| 2.2.15 NOS活性的检测 | 第30-31页 |
| 2.2.16 NO浓度的检测 | 第31页 |
| 2.2.17 统计学处理 | 第31-32页 |
| 第3章 结果 | 第32-43页 |
| 3.1 HUVECs生长特点 | 第32页 |
| 3.2 重组质粒pEGFP-N1-CTF1-GFP的鉴定结果 | 第32-33页 |
| 3.3 质粒转染HUVECs的结果 | 第33-34页 |
| 3.4 质粒转染HUVECs后CT-1mRNA的表达变化 | 第34页 |
| 3.5 质粒转染HUVECs后各组CT-1蛋白水平的变化 | 第34-35页 |
| 3.6 CT-1对HUVECs增殖的影响 | 第35-36页 |
| 3.7 CT-1对HUVECs迁移的影响 | 第36-37页 |
| 3.8 CT-1对血管腔形成的影响 | 第37-38页 |
| 3.9 CT-1对eNOSmRNA表达的影响 | 第38-39页 |
| 3.10 CT-1对DDAHⅠ、DDAHⅡ及VEGF表达的影响 | 第39-40页 |
| 3.11 CT-1对ADMA浓度的影响 | 第40-41页 |
| 3.12 CT-1对DDAH活性的影响 | 第41页 |
| 3.13 CT-1对NOS活性的影响 | 第41-42页 |
| 3.14 CT-1对NO浓度的影响 | 第42-43页 |
| 第4章 讨论 | 第43-49页 |
| 4.1 CT-1真核表达载体的构建及转染 | 第43-44页 |
| 4.2 CT-1促进血管新生的能力 | 第44页 |
| 4.3 ADMA/DDAH信号通路对CT-1诱导血管新生的调控作用 | 第44-46页 |
| 4.4 CT-1通过ADMA/DDAH信号通路调控血管新生的相关分子机制 | 第46-48页 |
| 4.5 关于本实验研究的不足和改进 | 第48-49页 |
| 第5章 结论与展望 | 第49-51页 |
| 5.1 结论 | 第49页 |
| 5.2 展望 | 第49-51页 |
| 致谢 | 第51-52页 |
| 参考文献 | 第52-55页 |
| 攻读学位期间的研究成果 | 第55-56页 |
| 综述 | 第56-63页 |
| 参考文献 | 第61-63页 |
