| 致谢 | 第1-12页 |
| 摘要 | 第12-14页 |
| 文献综述 | 第14-25页 |
| 1 骨髓间充质干细胞 | 第15-18页 |
| ·骨髓间充质干细胞的背景和来源 | 第15页 |
| ·骨髓间充质干细胞的生物学特性 | 第15-16页 |
| ·骨髓间充质干细胞的分离培养 | 第16页 |
| ·临床应用及发展前景 | 第16-18页 |
| ·基因治疗 | 第16-17页 |
| ·组织修复 | 第17页 |
| ·免疫调节 | 第17-18页 |
| ·发展前景 | 第18页 |
| 2 骨髓间充质干细胞向胰岛细胞的定向分化 | 第18-20页 |
| ·定向诱导分化方法研究进展 | 第18-20页 |
| ·体外微环境共同诱导 | 第18-19页 |
| ·关键转录因子转染表达 | 第19-20页 |
| ·细胞因子联合诱导 | 第20页 |
| 3 DNA 甲基化与胰岛细胞分化调控 | 第20-25页 |
| ·概述 DNA 甲基化与干细胞分化 | 第20-21页 |
| ·DNA 甲基化与基因表达调控 | 第21页 |
| ·调控胰岛细胞分化 | 第21-25页 |
| ·胰岛β细胞发育关键调控基因 | 第22-23页 |
| ·PDX-1 | 第22页 |
| ·Pax4 | 第22页 |
| ·MafA | 第22-23页 |
| ·Ngn3 | 第23页 |
| ·Nkx6.1 | 第23页 |
| ·调控胰岛特异性基因的表达 | 第23-25页 |
| 试验一 红细胞裂解液法体外分离培养兔骨髓间充质干细胞及生物学特性鉴定 | 第25-34页 |
| 引言 | 第25页 |
| 1 材料与方法 | 第25-28页 |
| ·试验材料 | 第25-26页 |
| ·试验动物 | 第25页 |
| ·主要试剂 | 第25-26页 |
| ·主要仪器与器材 | 第26页 |
| ·试剂的配制 | 第26-27页 |
| ·含 10%FBS 的 DMEM-F12 完全培养基 | 第26页 |
| ·FBS 分装、冻融 | 第26页 |
| ·0.1mol/L 的磷酸盐缓冲液（PBS） | 第26页 |
| ·无酚红 D-Hank’s 液配制 | 第26-27页 |
| ·消化液的配制 | 第27页 |
| ·1mol/L 盐酸 | 第27页 |
| ·1mol/L 氢氧化钠 | 第27页 |
| ·MTT 的配制 | 第27页 |
| ·试验方法 | 第27-28页 |
| ·红细胞裂解液法分离培养细胞 | 第27页 |
| ·细胞传代培养及生长曲线的绘制 | 第27-28页 |
| ·细胞传代培养 | 第27-28页 |
| ·细胞生长曲线绘制 | 第28页 |
| ·骨髓间充质干细胞的鉴定 | 第28页 |
| ·制备细胞爬片 | 第28页 |
| ·免疫细胞化学法染色 | 第28页 |
| 2 结果与分析 | 第28-32页 |
| ·骨髓间充质干细胞的鉴定 | 第28-31页 |
| ·细胞形态学观察 | 第28-30页 |
| ·细胞表面标志物的鉴定 | 第30-31页 |
| ·传代细胞活力分析 | 第31-32页 |
| 3 讨论 | 第32-33页 |
| 4 小结 | 第33-34页 |
| 试验二 兔骨髓间充质干细胞低温冻存的研究 | 第34-45页 |
| 引言 | 第34页 |
| 1 试验材料与试剂 | 第34-36页 |
| ·材料 | 第34-35页 |
| ·试验动物 | 第34页 |
| ·主要仪器及耗材 | 第34-35页 |
| ·试剂 | 第35页 |
| ·主要试剂的配制 | 第35-36页 |
| ·台盼蓝染色液 | 第35页 |
| ·冻存液的配制与保存 | 第35页 |
| ·油红 O 染色液的配制 | 第35-36页 |
| 2 试验方法 | 第36-38页 |
| ·兔骨髓间充质干细胞的分离培养及生物学特性的鉴定 | 第36页 |
| ·骨髓间充质干细胞生长曲线的测定 | 第36页 |
| ·细胞的冻存与复苏 | 第36-37页 |
| ·兔 BM-MSCs 的冻存 | 第36页 |
| ·冻存兔 BM-MSCs 的复苏 | 第36-37页 |
| ·冻存复苏兔 BM-MSCs 生物学特性的鉴定 | 第37-38页 |
| ·RT-PCR 检测 Oct-4 的表达 | 第37页 |
| ·冻存复苏的 BM-MSCs 成脂诱导分化 | 第37-38页 |
| 3 结果与分析 | 第38-43页 |
| ·传代细胞生长特性 | 第38-39页 |
| ·细胞复苏效果 | 第39-42页 |
| ·复苏细胞形态观察 | 第39-41页 |
| ·冻存时间对复苏细胞的影响 | 第41页 |
| ·Oct-4 基因的表达 | 第41页 |
| ·脂肪细胞诱导分化鉴定 | 第41-42页 |
| ·讨论 | 第42-43页 |
| 4 小结 | 第43-45页 |
| 试验三 5-Aza-dC体外诱导兔BM-MSCs分化为胰岛细胞的研究 | 第45-55页 |
| 引言 | 第45页 |
| 1 材料与方法 | 第45-48页 |
| ·试验材料 | 第45-46页 |
| ·试验对象 | 第45页 |
| ·主要试剂 | 第45-46页 |
| ·主要仪器与器械 | 第46页 |
| ·主要试剂的配制 | 第46-47页 |
| ·含1%DMSO的无血清DMEM-F12 | 第46页 |
| ·10mmol/L 尼克酰胺 | 第46页 |
| ·含 5%FBS 的 H-DMEM | 第46-47页 |
| ·甲基化抑制剂 5-Aza-dC 的配制 | 第47页 |
| ·双硫腙染色剂 | 第47页 |
| ·试验方法 | 第47-48页 |
| ·MTT 法检测不同浓度 DMSO 对兔 BM-MSCs 生长的影响 | 第47页 |
| ·5-Aza-dc 联合体外定向诱导分化 | 第47-48页 |
| ·双硫腙染色鉴定 | 第48页 |
| ·RT-PCR 检测 PDX-1 的表达 | 第48页 |
| 2 结果与分析 | 第48-52页 |
| ·DMSO 对兔骨髓间充质干细胞生长的影响 | 第48-49页 |
| ·诱导后细胞形态学观察 | 第49-51页 |
| ·双硫腙染色鉴定 | 第51-52页 |
| ·RT-PCR 检测 PDX-1 表达 | 第52页 |
| 3 讨论 | 第52-53页 |
| ·DMSO、尼克酰胺诱导分化机理 | 第52-53页 |
| ·甲基化抑制剂作用原理 | 第53页 |
| 4 小结 | 第53-55页 |
| 试验四 生长因子联合高糖体外诱导兔骨髓间充质干细胞分化为胰岛细胞的研究 | 第55-66页 |
| 引言 | 第55-56页 |
| 1 材料 | 第56-58页 |
| ·试验材料 | 第56-57页 |
| ·试验对象 | 第56页 |
| ·主要试剂 | 第56页 |
| ·主要仪器与器械 | 第56-57页 |
| ·主要试剂配制 | 第57-58页 |
| ·生长因子 | 第57页 |
| ·配制 1mol/L HEPES | 第57页 |
| ·不同浓度（0.23mol/L，0.175mol/L，0.111 mol/L）葡萄糖的配制 | 第57页 |
| ·KRB 试剂的配制 | 第57页 |
| ·第一阶段的诱导剂 | 第57页 |
| ·第二阶段的诱导剂 | 第57-58页 |
| ·第三阶段的诱导剂 | 第58页 |
| 2 试验方法 | 第58-60页 |
| ·体外定向诱导分化 | 第58页 |
| ·双硫腙染色 | 第58页 |
| ·RT-PCR 检测特异性基因的转录情况 | 第58-60页 |
| ·细胞总 RNA 的提取 | 第58-59页 |
| ·cDNA 的合成 | 第59页 |
| ·PCR 扩增 | 第59-60页 |
| ·琼脂糖凝胶电泳 | 第60页 |
| ·免疫荧光检测 | 第60页 |
| ·胰岛素分泌检测 | 第60页 |
| ·数据处理 | 第60页 |
| 3 结果与分析 | 第60-64页 |
| ·不同阶段分化细胞的形态学观察 | 第60-61页 |
| ·DTZ 染色鉴定 | 第61-62页 |
| ·胰岛β细胞相关基因的表达 | 第62页 |
| ·PDX-1,Insulin 免疫荧光染色 | 第62-63页 |
| ·ELISA 检测结果 | 第63-64页 |
| 4 讨论 | 第64-65页 |
| 5 结论 | 第65-66页 |
| 结论 | 第66-67页 |
| 参考文献 | 第67-82页 |
| 英文缩写词表 | 第82-83页 |
| ABSTRACT | 第83-85页 |
| 作者简介 | 第85页 |
