| 缩略语表 | 第8-12页 |
| 中文摘要 | 第12-15页 |
| ABSTRACT | 第15-17页 |
| 前言 | 第18-22页 |
| 文献回顾 | 第22-42页 |
| 1. HIV相关神经认知紊乱研究进展 | 第22-38页 |
| 1.1 HAND的临床分类和临床表现 | 第23-25页 |
| 1.2 HAND的临床特征演变趋势 | 第25-26页 |
| 1.3 HAND的发病机制 | 第26-32页 |
| 1.4 HAND的评估方法 | 第32-35页 |
| 1.5 HAND的治疗 | 第35-38页 |
| 2. 细胞介导的药物转运系统及其在中枢神经系统疾病中的应用 | 第38-42页 |
| 2.1 细胞介导的药物转运理论基础 | 第38-39页 |
| 2.2 细胞介导的药物转运系统的安全性 | 第39页 |
| 2.3 细胞介导的药物转运系统分类 | 第39-42页 |
| 第一部分 慢病毒载体介导的抗HIV-1 TAT HUTAT2:FC的基因转导、表达和鉴定 | 第42-71页 |
| 1 材料 | 第42-47页 |
| 1.1 质粒 | 第42页 |
| 1.2 细胞 | 第42页 |
| 1.3 主要试剂及抗体 | 第42-45页 |
| 1.4 主要试剂的配制 | 第45-46页 |
| 1.5 实验仪器及设备 | 第46-47页 |
| 2 方法 | 第47-59页 |
| 2.1 人体标本使用伦理 | 第47页 |
| 2.2 转移质粒构建 | 第47-51页 |
| 2.3 细胞系培养 | 第51-52页 |
| 2.4 原代h MDM分离与培养 | 第52页 |
| 2.5 慢病毒载体制备 | 第52-55页 |
| 2.6 人细胞系和原代h MDM转导 | 第55-56页 |
| 2.7 PCR和q RT-PCR检测目的基因的整合与表达 | 第56-57页 |
| 2.8 Fc免疫荧光染色 | 第57页 |
| 2.9 Western blot法定性检测Hutat2:Fc蛋白的表达 | 第57-58页 |
| 2.10 ELISA定量检测Hutat2:Fc的分泌 | 第58-59页 |
| 2.11 统计学分析 | 第59页 |
| 3 结果 | 第59-66页 |
| 3.1 转移质粒的构建与鉴定 | 第59-60页 |
| 3.2 慢病毒载体的制备与滴度测定 | 第60-61页 |
| 3.3 慢病毒介导的基因转导效率评估 | 第61-63页 |
| 3.4 抗HIV-1 Tat Hutat2:Fc的基因整合和在细胞内、外的稳定表达 | 第63-65页 |
| 3.5 定量检测Hutat2:Fc蛋白的表达 | 第65-66页 |
| 4 讨论 | 第66-71页 |
| 第二部分 抗HIV-1 TAT HUTAT:FC融合蛋白体外生物学功能的评估 | 第71-89页 |
| 1 材料 | 第71-74页 |
| 1.1 细胞培养上清液 | 第71页 |
| 1.2 细胞 | 第71页 |
| 1.3 病毒 | 第71页 |
| 1.4 慢病毒载体 | 第71页 |
| 1.5 主要试剂及抗体 | 第71-73页 |
| 1.6 主要试剂的配制 | 第73-74页 |
| 1.7 实验仪器及设备 | 第74页 |
| 2 方法 | 第74-78页 |
| 2.1 动物和人体材料使用伦理 | 第74页 |
| 2.2 小鼠原代皮质神经元培养 | 第74-75页 |
| 2.3 免疫斑点结合实验(Dot-immunobinding assay,DIBA) | 第75-76页 |
| 2.4 Western blot法 | 第76页 |
| 2.5 MTT法 | 第76页 |
| 2.6 原代神经元保护实验 | 第76-77页 |
| 2.7 HIV-1 感染实验 | 第77页 |
| 2.8 HIV-1 p24 免疫荧光染色 | 第77-78页 |
| 2.9 ELISA检测HIV-1 p24 | 第78页 |
| 2.10 统计学分析 | 第78页 |
| 3 结果 | 第78-85页 |
| 3.1 Hutat2:Fc融合蛋白与HIV-1 Tat的特异性结合 | 第78-79页 |
| 3.2 Hutat2:Fc对HIV-1 Tat介导的神经毒性的保护作用 | 第79-83页 |
| 3.3 HR-Hutat2 转导的h MDM及其细胞培养上清液对抗HIV-1 感染 | 第83-85页 |
| 4 讨论 | 第85-89页 |
| 第三部分 慢病毒转导的潜在副作用评价 | 第89-103页 |
| 1 材料 | 第89-90页 |
| 1.1 细胞培养上清液 | 第89页 |
| 1.2 细胞 | 第89页 |
| 1.3 慢病毒载体 | 第89页 |
| 1.4 主要试剂及抗体 | 第89-90页 |
| 1.5 实验仪器及设备 | 第90页 |
| 2 方法 | 第90-95页 |
| 2.1 人体材料使用伦理 | 第90-91页 |
| 2.2 人细胞系和原代h MDM转导 | 第91页 |
| 2.3 生长动力学测定 | 第91页 |
| 2.4 MTT法 | 第91页 |
| 2.5 q RT-PCR检测人巨噬细胞相关基因表达 | 第91-94页 |
| 2.6 ELISA法检测细胞因子IL1β、IL8、IL10 和TNF-α 的分泌 | 第94-95页 |
| 2.7 统计学分析 | 第95页 |
| 3 结果 | 第95-98页 |
| 3.1 慢病毒基因转导对细胞形态学和细胞活力的影响 | 第95-96页 |
| 3.2 慢病毒基因转导对h MDM基因表达的影响 | 第96-97页 |
| 3.3 慢病毒基因转导对h MDM分泌细胞因子的影响 | 第97-98页 |
| 4 讨论 | 第98-103页 |
| 第四部分 小鼠骨髓源性单核细胞向中枢神经系统迁徙和分布的研究 | 第103-118页 |
| 1 材料 | 第103-104页 |
| 1.1 动物 | 第103页 |
| 1.2 细胞 | 第103页 |
| 1.3 主要试剂及抗体 | 第103-104页 |
| 1.4 实验仪器及设备 | 第104页 |
| 2 方法 | 第104-108页 |
| 2.1 动物和人体材料使用伦理 | 第104页 |
| 2.2 小鼠原代BMDM的分离培养 | 第104-105页 |
| 2.3 Prussian blue染色 | 第105页 |
| 2.4 SPIO标记筛选实验 | 第105-106页 |
| 2.5 SPIO SHP30 标记条件优化实验 | 第106页 |
| 2.6 动物实验分组 | 第106页 |
| 2.7 LPS脑炎小鼠模型的建立 | 第106页 |
| 2.8 脑组织收取 | 第106-107页 |
| 2.9 免疫荧光染色 | 第107页 |
| 2.10 免疫组化染色 | 第107-108页 |
| 2.11 Y染色体q PCR | 第108页 |
| 2.12 统计学分析 | 第108页 |
| 3 结果 | 第108-114页 |
| 3.1 不同SPIO对小鼠BMDM的标记效果 | 第108-111页 |
| 3.2 SHP30 标记的BMDM在LPS诱导的小鼠急性脑炎模型的脑内迁徙 | 第111页 |
| 3.3 GFP+的 BMDM 在 LPS 诱导的小鼠急性脑炎模型的脑内迁徙变化 | 第111-114页 |
| 4 讨论 | 第114-118页 |
| 小结 | 第118-120页 |
| 参考文献 | 第120-145页 |
| 附录 | 第145-146页 |
| 个人简历和研究成果 | 第146-148页 |
| 致谢 | 第148页 |
