| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 第一章 绪论 | 第10-20页 |
| 1.1 手性和手性化合物 | 第10页 |
| 1.2 生物催化去消旋和不对称还原 | 第10-13页 |
| 1.2.1 生物催化去消旋途径 | 第11-12页 |
| 1.2.2 生物催化不对称还原途径 | 第12-13页 |
| 1.3 生物法去消旋和不对称还原中的几个共性关键问题 | 第13-15页 |
| 1.3.1 具有工业应用潜力的生物催化剂 | 第13-14页 |
| 1.3.2 催化剂类型 | 第14页 |
| 1.3.3 辅酶循环 | 第14-15页 |
| 1.4 生物催化合成光学纯环烃类手性醇 | 第15-18页 |
| 1.4.1 光学醇苯基乙二醇的生物催化不对称合成 | 第15-17页 |
| 1.4.2 度洛西汀中间体的生物催化不对称合成 | 第17-18页 |
| 1.5 论文的研究意义和内容 | 第18-20页 |
| 第二章 实验材料与方法 | 第20-28页 |
| 2.1 实验材料 | 第20-22页 |
| 2.1.1 菌株 | 第20页 |
| 2.1.2 培养基和缓冲液 | 第20-21页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第21-22页 |
| 2.1.4 实验仪器 | 第22页 |
| 2.2 实验方法 | 第22-28页 |
| 2.2.1 氧化还原酶基因表达 | 第22-23页 |
| 2.2.2 重组氧化还原酶不对称催化性能的系统分析 | 第23-24页 |
| 2.2.3 以(R,S)-PED为模式底物构建去消旋体系 | 第24-26页 |
| 2.2.4 (R,S)-DHTP去消旋获得(S)-DHTP的体系构建 | 第26-28页 |
| 第三章 结果与讨论 | 第28-53页 |
| 3.1 立体选择性氧化还原酶工具箱的构建 | 第28-31页 |
| 3.1.1 重组蛋白的诱导表达 | 第28-30页 |
| 3.1.2 重组蛋白纯化 | 第30-31页 |
| 3.2 重组氧化还原酶不对称催化性能的系统分析 | 第31-36页 |
| 3.2.1 重组酶的底物特异性 | 第31-35页 |
| 3.2.2 重组酶的动力学性质研究 | 第35页 |
| 3.2.3 重组酶的立体选择性 | 第35-36页 |
| 3.3 以(R,S)-PED为模式底物构建去消旋体系 | 第36-44页 |
| 3.3.1 立体选择性氧化还原酶耦联催化(R,S)-PED的去消旋体系 | 第36页 |
| 3.3.2 不对称还原 2-HAP合成(R)-PED的重组酶筛选 | 第36-37页 |
| 3.3.3 氧化(S)-PED生产HAP的重组酶筛选 | 第37-38页 |
| 3.3.4 反应pH对纯酶反应的影响 | 第38-39页 |
| 3.3.5 反应温度对纯酶反应的影响 | 第39-40页 |
| 3.3.6 金属离子对纯酶反应的影响 | 第40页 |
| 3.3.7 纯酶添加比例对去消旋反应的影响 | 第40-41页 |
| 3.3.8 辅酶添加比例对去消旋反应的影响 | 第41-42页 |
| 3.3.9 底物浓度对去消旋反应的影响 | 第42-43页 |
| 3.3.10 反应时间对去消旋反应的影响 | 第43-44页 |
| 3.4 (R,S)-DHTP去消旋获得(S)-DHTP的体系构建 | 第44-53页 |
| 3.4.1 立体选择性氧化还原酶耦联催化(R,S)-DHTP的去消旋体系 | 第44页 |
| 3.4.2 不对称还原DKTP合成(S)-DHTP的重组酶筛选 | 第44-45页 |
| 3.4.3 氧化(R)-DHTP生产DKTP的重组酶筛选 | 第45-46页 |
| 3.4.4 反应pH对纯酶反应的影响 | 第46-47页 |
| 3.4.5 反应温度对纯酶反应的影响 | 第47-49页 |
| 3.4.6 金属离子对纯酶反应的影响 | 第49页 |
| 3.4.7 纯酶添加比例对去消旋反应的影响 | 第49-50页 |
| 3.4.8 辅酶添加比例对去消旋反应的影响 | 第50-51页 |
| 3.4.9 底物浓度对去消旋反应的影响 | 第51-52页 |
| 3.4.10 反应时间对去消旋反应的影响 | 第52-53页 |
| 主要结论及展望 | 第53-55页 |
| 致谢 | 第55-56页 |
| 参考文献 | 第56-61页 |
| 附录: 作者在攻读硕士学位期间发表的论文 | 第61页 |
