| 中文摘要 | 第4-6页 |
| 英文摘要 | 第6-13页 |
| 中英文缩略语对照 | 第13-14页 |
| 绪论 | 第14-23页 |
| 参考文献 | 第19-23页 |
| 第一部分 髋关节发育不良患者及大鼠襁褓体位关节软骨中肌切蛋白的含量测定 | 第23-38页 |
| 1.研究背景 | 第23-24页 |
| 2.实验材料与方法 | 第24-32页 |
| 2.1 主要实验试剂及仪器 | 第24-25页 |
| 2.2 入选患者 | 第25-26页 |
| 2.3 排除标准 | 第26页 |
| 2.4 实验动物 | 第26页 |
| 2.5 动物模型建立 | 第26-27页 |
| 2.6 髋关节软骨分离培养 | 第27-28页 |
| 2.6.1 大鼠髋关节软骨分离培养 | 第27-28页 |
| 2.6.2 人髋关节软骨分离培养 | 第28页 |
| 2.7 细胞传代 | 第28-29页 |
| 2.8 细胞冻存与复苏 | 第29-30页 |
| 2.8.1 细胞冻存 | 第29页 |
| 2.8.2 细胞复苏 | 第29-30页 |
| 2.9 Real-time PCR法检测m RNA的表达 | 第30-32页 |
| 2.9.1 Trizol法提取髋关节软骨细胞的RNA | 第30-31页 |
| 2.9.2 RNA 反转录实验 | 第31页 |
| 2.9.3 Real-time RT-PCR反应体系 | 第31-32页 |
| 3.统计方法 | 第32页 |
| 4.结果与分析 | 第32-35页 |
| 5.讨论 | 第35-36页 |
| 参考文献 | 第36-38页 |
| 第二部分 不同强度的循环应力对关节软骨退变的影响及相关机制研究 | 第38-63页 |
| 1.研究背景 | 第38-40页 |
| 2.实验材料与方法 | 第40-50页 |
| 2.1 主要实验试剂及仪器 | 第40-41页 |
| 2.2 软骨细胞加载循环应力装置 | 第41页 |
| 2.3 大鼠髋关节软骨细胞的分离、培养、冻存、复苏 | 第41-42页 |
| 2.4 大鼠髋关节软骨细胞体外加力诱导模型的建立过程 | 第42页 |
| 2.5 加力前后软骨细胞增殖、凋亡的检测 | 第42-44页 |
| 2.5.1 Alamar Blue法测定细胞增殖活力 | 第42-43页 |
| 2.5.2 Annexin V-PI法检测加力前后软骨细胞的凋亡情况 | 第43-44页 |
| 2.6 细胞染色实验 | 第44页 |
| 2.7 SCIN siRNA设计与转染 | 第44-46页 |
| 2.7.1 siRNA设计 | 第44-45页 |
| 2.7.2 转染步骤 | 第45-46页 |
| 2.7.3 siRNA沉默效率 | 第46页 |
| 2.8 Real-timePCR法检测m RNA的表达 | 第46-48页 |
| 2.8.1 Trizol法提取髋关节软骨细胞的RNA | 第46-47页 |
| 2.8.2 RNA 反转录实验 | 第47-48页 |
| 2.8.3 Real-time RT-PCR反应体系 | 第48页 |
| 2.9 蛋白质印迹分析 | 第48-50页 |
| 2.9.1 蛋白样本制备 | 第48-49页 |
| 2.9.2 电泳 | 第49-50页 |
| 2.9.3 转膜 | 第50页 |
| 2.9.4 抗体染色 | 第50页 |
| 3.统计方法 | 第50-51页 |
| 4.结果与分析 | 第51-59页 |
| 4.1 软骨细胞加载循环应力装置模式图 | 第51页 |
| 4.2 应力加载诱导的关节软骨退变 | 第51-53页 |
| 4.3 应力刺激下对关节软骨的影响及敲减SCIN后对软骨退变的影响 | 第53-56页 |
| 4.4 应力刺激激活NF-κB P65 通路,以及联合BAY-11-7082 对软骨退变的影响 | 第56-59页 |
| 5.讨论 | 第59-61页 |
| 参考文献 | 第61-63页 |
| 第三部分 不同强度的循环应力对成骨-破骨稳态的影响及相关机制研究 | 第63-89页 |
| 1.研究背景 | 第63-65页 |
| 2.实验材料与方法 | 第65-78页 |
| 2.1 人BMSC的分离纯化 | 第65-67页 |
| 2.1.1 伦理问题 | 第65页 |
| 2.1.2 主要试剂和设备 | 第65-67页 |
| 2.1.3 人BMSC的分离纯化方法 | 第67页 |
| 2.2 BMSC多向分化潜能检测 | 第67-68页 |
| 2.2.1 所需试剂的配制 | 第67-68页 |
| 2.3 BMSCs的鉴定 | 第68-70页 |
| 2.3.1 本实验所需试剂配制及主要仪器设备 | 第68-69页 |
| 2.3.2 MSCs表面marker鉴定 | 第69页 |
| 2.3.3 BMSCs增殖能力检测 | 第69-70页 |
| 2.4 BMSC成骨、成脂分化诱导 | 第70页 |
| 2.4.1 BMSC成骨诱导分化 | 第70页 |
| 2.4.2 BMSC成脂诱导分化 | 第70页 |
| 2.5 Real-time PCR | 第70-71页 |
| 2.6 Western blot | 第71-73页 |
| 2.7 碱性磷酸酶染色 | 第73-74页 |
| 2.8 茜素红染色 | 第74页 |
| 2.9 破骨细胞的分离和培养 | 第74-77页 |
| 2.9.1 主要试剂和仪器设备 | 第74页 |
| 2.9.2 动物来源 | 第74-75页 |
| 2.9.3 主要试剂的配置 | 第75-76页 |
| 2.9.4 骨髓单核/巨噬细胞提取和培养 | 第76页 |
| 2.9.5 破骨细胞鉴定-TRAP染色 | 第76-77页 |
| 2.10 SCIN 过表达实验 | 第77-78页 |
| 2.10.1 转染试剂和质粒构建 | 第77页 |
| 2.10.2 慢病毒转染步骤 | 第77-78页 |
| 3.统计方法 | 第78页 |
| 4.结果与分析 | 第78-85页 |
| 4.1 人骨髓间充质干细胞分离鉴定 | 第78-80页 |
| 4.2 循环应力加载条件下对MSC成骨及SCIN表达的影响 | 第80-81页 |
| 4.3 过表达SCIN后对MSC成骨能力的影响 | 第81-83页 |
| 4.4 SCIN对力加载条件下的破骨细胞分化的影响 | 第83-85页 |
| 5.讨论 | 第85-86页 |
| 参考文献 | 第86-89页 |
| 第四部分 SCIN对成骨-破骨的调控及体内实验 | 第89-104页 |
| 1.研究背景 | 第89-91页 |
| 2.实验材料与方法 | 第91-96页 |
| 2.1 细胞培养的材料和仪器 | 第91页 |
| 2.2 实验动物 | 第91页 |
| 2.3 实验前准备 | 第91页 |
| 2.4 股骨单层皮质骨缺损模型构建 | 第91-92页 |
| 2.5 组织学检测 | 第92-95页 |
| 2.5.1 所需的试剂配制及实验设备 | 第92-93页 |
| 2.5.2 实验动物取材及标本处理 | 第93-94页 |
| 2.5.3 苏木素-伊红染色 | 第94-95页 |
| 2.6 免疫荧光及激光共聚焦检测 | 第95-96页 |
| 2.7 western-blot | 第96页 |
| 3.统计方法 | 第96页 |
| 4.结果与分析 | 第96-101页 |
| 4.1 Smad1/5/8、MAPK P38 以及NF-κB参与SCIN调控成骨-破骨过程 | 第96-99页 |
| 4.2 Micro-CT分析SCIN在裸鼠股骨缺损模型中的作用 | 第99-101页 |
| 5.讨论 | 第101-102页 |
| 参考文献 | 第102-104页 |
| 全文总结与展望 | 第104-106页 |
| 致谢 | 第106-109页 |
| 攻读博士学位期间的学术论文与科研成果 | 第109-111页 |
