| 摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 缩略语对照表 | 第10-17页 |
| 第一章 文献回顾 | 第17-37页 |
| 1.1 创面愈合的基本过程 | 第17-20页 |
| 1.1.1 凝血期 | 第17页 |
| 1.1.2 炎症期 | 第17-18页 |
| 1.1.3 增殖期 | 第18-19页 |
| 1.1.4 重塑期 | 第19-20页 |
| 1.2 创面愈合的影响因素 | 第20-23页 |
| 1.2.1 PI3K-AKT-mTOR信号通路 | 第20-21页 |
| 1.2.2 Wnt/β-catenin信号通路 | 第21-23页 |
| 1.2.3 Hippo-YAP信号通路 | 第23页 |
| 1.3 糖尿病难愈创面的分子成因 | 第23-26页 |
| 1.3.1 eIF4F复合物简介 | 第24页 |
| 1.3.2 eIF4F复合物的多种下游分子参与创面愈合 | 第24-25页 |
| 1.3.3 调控eIF4F复合物上游信号通路影响创面愈合 | 第25页 |
| 1.3.4 糖尿病与AKT-mTOR-4EBP1信号通路异常 | 第25-26页 |
| 1.3.5 Wnt/β-catenin信号通路异常 | 第26页 |
| 1.4 创面愈合治疗现状 | 第26-37页 |
| 1.4.1 生长因子 | 第26-29页 |
| 1.4.2 激素类 | 第29页 |
| 1.4.3 干细胞 | 第29-31页 |
| 1.4.4 细胞膜片技术 | 第31-32页 |
| 1.4.5 生物高分子材料 | 第32-34页 |
| 1.4.6 化学高分子材料 | 第34-35页 |
| 1.4.7 复合材料 | 第35页 |
| 1.4.8 辅助手段 | 第35-37页 |
| 第二章 MSC-ECM膜片的制备及特性 | 第37-65页 |
| 2.1 前言 | 第37-39页 |
| 2.1.1 生物材料研究现状 | 第37-38页 |
| 2.1.2 ECM的优势 | 第38-39页 |
| 2.2 实验材料及方法 | 第39-48页 |
| 2.2.1 实验材料 | 第39页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第39页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第39-40页 |
| 2.2.4 主要实验试剂配制 | 第40-41页 |
| 2.2.5 实验方法 | 第41-48页 |
| 2.2.5.1 MSCs原代培养 | 第41-42页 |
| 2.2.5.2 MSCs传代 | 第42页 |
| 2.2.5.3 MSCs条件培养 | 第42-43页 |
| 2.2.5.4 MSC膜片脱细胞处理 | 第43页 |
| 2.2.5.5 MSC膜片及其来源的ECM膜片取材、固定、脱水、包埋及组织切片 | 第43页 |
| 2.2.5.6 MSC膜片及其来源的ECM膜片天狼猩红染色 | 第43-44页 |
| 2.2.5.7 扫描电子显微镜观察ECM膜片超微结构 | 第44页 |
| 2.2.5.8 原子力显微镜观察ECM膜片表面形貌 | 第44页 |
| 2.2.5.9 MSC膜片及其来源的ECM膜片总蛋白提取 | 第44-45页 |
| 2.2.5.10 BCA法测定总蛋白浓度 | 第45页 |
| 2.2.5.11 聚丙烯酰胺凝胶电泳 | 第45-47页 |
| 2.2.5.12 Western blot检测目的蛋白 | 第47-48页 |
| 2.2.5.13 MSCs来源的ECM膜片抗拉强度测定 | 第48页 |
| 2.3 实验结果 | 第48-62页 |
| 2.3.1 MSCs体外培养及形态观察 | 第48-50页 |
| 2.3.2 MSC-ECM膜片的大体特征 | 第50页 |
| 2.3.3 MSC膜片及其来源的ECM膜片的组织学特征 | 第50-52页 |
| 2.3.4 MSC-ECM膜片的超微结构 | 第52-54页 |
| 2.3.5 MSC-ECM膜片的表面形貌及3-D结构 | 第54-57页 |
| 2.3.6 化学条件培养激活MSC膜片中β-catenin和HIF-1α通路 | 第57-58页 |
| 2.3.7 化学条件培养促MSC膜片中胶原和创面愈合相关生长因子表达 | 第58-61页 |
| 2.3.8 MSC-ECM膜片的抗拉强度检测 | 第61-62页 |
| 2.4 讨论 | 第62-65页 |
| 第三章 ECM膜片促普通及糖尿病皮肤创面愈合 | 第65-89页 |
| 3.1 前言 | 第65-66页 |
| 3.1.1 ECM与创面愈合 | 第65页 |
| 3.1.2 糖尿病对创面愈合的影响 | 第65-66页 |
| 3.2 实验材料及试剂 | 第66-72页 |
| 3.2.1 实验材料 | 第66页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第66页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第66-67页 |
| 3.2.4 主要实验试剂配制 | 第67-68页 |
| 3.2.5 实验方法 | 第68-72页 |
| 3.2.5.1 ECM膜片敷块制备 | 第68页 |
| 3.2.5.2 糖尿病小鼠模型构建 | 第68页 |
| 3.2.5.3 在体动物实验 | 第68页 |
| 3.2.5.4 皮肤组织取材、固定、脱水、包埋及组织切片 | 第68-69页 |
| 3.2.5.5 皮肤切片组织学染色 | 第69-72页 |
| 3.3 实验结果 | 第72-85页 |
| 3.3.1 ECM膜片促小鼠普通创面愈合 | 第72-78页 |
| 3.3.1.1 ECM膜片促进小鼠普通创面愈合 | 第72-74页 |
| 3.3.1.2 ECM膜片促创面再上皮化和肉芽组织形成 | 第74-75页 |
| 3.3.1.3 ECM膜片促创面血管生成 | 第75-76页 |
| 3.3.1.4 ECM膜片促创面胶原累积及与正常组织整合 | 第76-78页 |
| 3.3.2 ECM膜片促小鼠糖尿病创面愈合 | 第78-85页 |
| 3.3.2.1 小鼠糖尿病模型构建 | 第78页 |
| 3.3.2.2 ECM膜片促小鼠糖尿病创面愈合 | 第78-80页 |
| 3.3.2.3 ECM膜片促糖尿病创面再上皮化和肉芽组织形成 | 第80-82页 |
| 3.3.2.4 ECM膜片促糖尿病创面血管生成 | 第82页 |
| 3.3.2.5 ECM膜片促糖尿病创百胶原累积及与边缘未受损组织整合 | 第82-85页 |
| 3.4 讨论 | 第85-89页 |
| 第四章 eIF4F复合物在创面愈合中的作用 | 第89-121页 |
| 4.1 前言 | 第89-92页 |
| 4.1.1 翻译控制概述 | 第89页 |
| 4.1.2 翻译起始复合物及其功能 | 第89-91页 |
| 4.1.3 4EBP1与100k蛋白对eIF4F复合物活性的影响 | 第91-92页 |
| 4.2 实验材料及方法 | 第92-107页 |
| 4.2.1 实验材料 | 第92页 |
| 4.2.2 实验试剂 | 第92-93页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第93页 |
| 4.2.4 主要实验试剂配制 | 第93-96页 |
| 4.2.5 实验方法 | 第96-107页 |
| 4.2.5.1 真核表达载体构建 | 第96-99页 |
| 4.2.5.2 质粒大提及内毒素去除 | 第99-100页 |
| 4.2.5.3 在体转染复合物配制 | 第100页 |
| 4.2.5.4 动物实验 | 第100-101页 |
| 4.2.5.5 皮肤组织取材、固定、脱水、包埋及组织切片 | 第101-102页 |
| 4.2.5.6 H&E染色 | 第102-103页 |
| 4.2.5.7 HaCaT细胞体外培养、冻存及复苏 | 第103页 |
| 4.2.5.8 HaCaT细胞转染 | 第103-104页 |
| 4.2.5.9 划痕法检测HaCaT细胞迁移 | 第104页 |
| 4.2.5.10 细胞总蛋白提取 | 第104页 |
| 4.2.5.11 BCA法测定总蛋白浓度 | 第104-105页 |
| 4.2.5.12 聚丙烯酰胺凝胶电泳 | 第105-106页 |
| 4.2.5.13 Western blot检测目的蛋白 | 第106-107页 |
| 4.3 实验结果 | 第107-118页 |
| 4.3.1 载体构建 | 第107-110页 |
| 4.3.2 质粒大提 | 第110页 |
| 4.3.3 调控eIF4F复合物对创面愈合相关因子表达的影响 | 第110-112页 |
| 4.3.4 调控eIF4F复合物对HaCaT细胞迁移的影响 | 第112-113页 |
| 4.3.5 在体转染质粒与PEI比例的确定 | 第113-114页 |
| 4.3.6 Pluronic F-127水凝胶是否影响PEI在体转染效率的确定 | 第114-115页 |
| 4.3.7 调控eIF4F复合物对普通创面愈合的影响 | 第115-116页 |
| 4.3.8 调控eIF4F复合物对肉芽组织形成和再上皮化的影响 | 第116-118页 |
| 4.3.9 调控eIF4F复合物对血管生成的影响 | 第118页 |
| 4.4 讨论 | 第118-121页 |
| 第五章 eIF4E1基因治疗促糖尿病创面愈合 | 第121-135页 |
| 5.1 前言 | 第121-122页 |
| 5.2 实验材料及方法 | 第122-123页 |
| 5.2.1 实验材料 | 第122页 |
| 5.2.2 实验试剂 | 第122页 |
| 5.2.3 实验仪器 | 第122页 |
| 5.2.4 主要实验试剂配制 | 第122页 |
| 5.2.5 实验方法 | 第122-123页 |
| 5.2.5.1 HaCaT细胞体外高糖条件下培养、转染 | 第122页 |
| 5.2.5.2 糖尿病创面模型构建 | 第122-123页 |
| 5.2.5.3 其它实验方法 | 第123页 |
| 5.3 实验结果 | 第123-132页 |
| 5.3.1 真核表达载体构建 | 第123-126页 |
| 5.3.2 过表达eIF4E1及其模拟磷酸化突变体促创面愈合相关因子表达 | 第126-128页 |
| 5.3.3 过表达eIF4E1及其模拟磷酸化突变体促高糖培养条件下细胞迁移 | 第128-129页 |
| 5.3.4 过表达eIF4E1及其模拟磷酸化突变体促糖尿病创面愈合 | 第129-130页 |
| 5.3.5 过表达eIF4E1及其模拟磷酸化突变体促糖尿病创面肉芽组织形成及再上皮化 | 第130-131页 |
| 5.3.6 过表达eIF4E1及其模拟磷酸化突变体促糖尿病创面血管生成 | 第131-132页 |
| 5.4 讨论 | 第132-135页 |
| 第六章 总结和展望 | 第135-139页 |
| 6.1 论文总结 | 第135-136页 |
| 6.1.1 MSC-ECM膜片的制备及特性部分的总结 | 第135页 |
| 6.1.2 ECM膜片促普通及糖尿病皮肤创面愈合部分的总结 | 第135页 |
| 6.1.3 eIF4F复合物在创面愈合中的作用部分的总结 | 第135-136页 |
| 6.1.4 eIF4E1基因治疗促糖尿病创面愈合部分的总结 | 第136页 |
| 6.2 论文创新性 | 第136页 |
| 6.3 工作中待解决的问题 | 第136-137页 |
| 6.4 前景与展望 | 第137-139页 |
| 参考文献 | 第139-159页 |
| 附录 | 第159-165页 |
| 致谢 | 第165-167页 |
| 攻读博士学位期间取得的科研成果 | 第167-169页 |
| 作者简介 | 第169页 |
