| 摘要 | 第6-8页 |
| abstract | 第8-9页 |
| 第一章 绪论 | 第14-22页 |
| 1.1 黄瓜花叶病毒综述 | 第14-16页 |
| 1.1.1 黄瓜花叶病毒的结构及生物特性 | 第14-15页 |
| 1.1.2 黄瓜花叶病毒的基因组结构 | 第15-16页 |
| 1.2 黄瓜花叶病毒的蛋白特性及其功能 | 第16-20页 |
| 1.2.1 黄瓜花叶病毒 2b蛋白结构 | 第17页 |
| 1.2.2 黄瓜花叶病毒 2b蛋白定位 | 第17-18页 |
| 1.2.3 黄瓜花叶病毒 2b蛋白功能 | 第18-19页 |
| 1.2.4 黄瓜花叶病毒 2b蛋白互作 | 第19-20页 |
| 1.3 本研究的目的与意义 | 第20-22页 |
| 第二章 CMV Fny2b的亚细胞定位 | 第22-41页 |
| 2.1 实验材料、试剂及仪器 | 第22-23页 |
| 2.2 实验方法 | 第23-35页 |
| 2.2.1 CMVFny2b融合荧光蛋白表达载体的构建 | 第23-28页 |
| 2.2.2 农杆菌浸染本氏烟 | 第28-30页 |
| 2.2.3 Fny2b片段的亚细胞定位 | 第30-32页 |
| 2.2.4 Oryzalin处理对CMVFny2b亚细胞定位的影响 | 第32页 |
| 2.2.5 Oryzalin处理对CMVFny2b不同细胞组分分布的影响 | 第32-34页 |
| 2.2.6 Oryzalin处理对CMVFny2b沉默抑制的影响 | 第34-35页 |
| 2.3 实验结果与分析 | 第35-41页 |
| 2.3.1 CMVFny2b的亚细胞定位 | 第35-37页 |
| 2.3.2 Fny2b蛋白片段的亚细胞定位 | 第37-39页 |
| 2.3.3 Oryzalin处理对CMVFny2b不同组分分布的影响 | 第39页 |
| 2.3.4 Oryzalin处理对CMVFny2b沉默抑制的影响 | 第39-41页 |
| 第三章 CMV LS2b的表达纯化及蛋白抗体的制备 | 第41-49页 |
| 3.1 实验材料、试剂及仪器 | 第41-42页 |
| 3.2 实验方法 | 第42-45页 |
| 3.2.1 大肠杆菌BL21感受态的制备 | 第42页 |
| 3.2.2 LS2b蛋白原核表达的克隆构建以及原核表达及纯化 | 第42-44页 |
| 3.2.3 抗体的制备 | 第44-45页 |
| 3.2.4 Western blot检测抗体 | 第45页 |
| 3.3 实验结果 | 第45-49页 |
| 3.3.1 LS2b蛋白的表达 | 第45-47页 |
| 3.3.2 标准曲线的制备及蛋白浓度的测定 | 第47页 |
| 3.3.3 LS2b蛋白抗体的验证 | 第47-49页 |
| 第四章 各株系CMV 2b的克隆分析序列对核定位的影响 | 第49-72页 |
| 4.1 实验材料、试剂及仪器 | 第49-50页 |
| 4.2 实验方法 | 第50-57页 |
| 4.2.1 重组载体的构建 | 第50-53页 |
| 4.2.2 农杆菌浸润接种 | 第53页 |
| 4.2.3 各株系全长CMV2b核定位能力 | 第53-56页 |
| 4.2.4 PGs株系NLS的Oligo序列核定位能力 | 第56-57页 |
| 4.3 实验结果与分析 | 第57-72页 |
| 4.3.1 GUS蛋白表达鉴定 | 第57-58页 |
| 4.3.2 不同株系CMV2b的扩增 | 第58-59页 |
| 4.3.3 p UC18-2b重组质粒的酶切鉴定 | 第59页 |
| 4.3.4 pBI-GFP-GUS-2b重组质粒的PCR鉴定 | 第59-60页 |
| 4.3.5 pBI-GFP-GUS-2b重组质粒的双酶切鉴定 | 第60-61页 |
| 4.3.6 农杆菌浸润接种后荧光显微镜观察结果 | 第61-67页 |
| 4.3.7 各株系 2b核定位信号序列分析 | 第67-70页 |
| 4.3.8 pBI-GFP-GUS-PGsNLS重组质粒的PCR鉴定 | 第70-71页 |
| 4.3.9 pBI-GFP-GUS-PGsNLS荧光显微镜观察结果 | 第71-72页 |
| 第五章 酵母双杂交筛选拟南芥文库中与CMV LS2b互作的蛋白 | 第72-87页 |
| 5.1 实验材料、试剂及仪器 | 第72页 |
| 5.2 实验方法 | 第72-81页 |
| 5.2.1 诱饵蛋白pGBKT7-LS2b载体的构建 | 第72-73页 |
| 5.2.2 诱饵蛋白与拟南芥cDNA文库酵母双杂交互作实验 | 第73-75页 |
| 5.2.3 诱饵蛋白与筛选基因的酵母双杂交互作验证 | 第75-76页 |
| 5.2.4 诱饵蛋白与筛选基因全长酵母双杂交互作验证 | 第76-81页 |
| 5.3 实验结果与分析 | 第81-87页 |
| 5.3.1 诱饵蛋白毒性及自激活检测 | 第81-82页 |
| 5.3.2 筛选克隆继代检测 | 第82-83页 |
| 5.3.3 筛选克隆测序结果 | 第83-84页 |
| 5.3.4 筛选互作蛋白的酵母双杂交验证 | 第84-85页 |
| 5.3.5 全长互作蛋白酶切鉴定 | 第85-86页 |
| 5.3.6 全长互作蛋白酵母双杂交验证 | 第86-87页 |
| 第六章 RPS11及RPS5与CMV LS2b体外体内互作验证 | 第87-100页 |
| 6.1 实验材料、试剂及仪器 | 第87-88页 |
| 6.2 实验方法 | 第88-92页 |
| 6.2.1 RPS11及RPS5与CMV LS2b体外Pulldown实验 | 第88-91页 |
| 6.2.2 RPS11与CMV LS2b体内BIFC实验 | 第91-92页 |
| 6.3 实验结果与分析 | 第92-100页 |
| 6.3.1 GST和GST-LS2b融合蛋白的诱导表达 | 第92-93页 |
| 6.3.2 GST和GST-LS2b融合蛋白的纯化 | 第93-94页 |
| 6.3.3 RPS11、RPS5蛋白的PCR鉴定 | 第94页 |
| 6.3.4 RPS11和RPS5蛋白的诱导表达 | 第94-95页 |
| 6.3.5 RPS11和RPS5蛋白的检测 | 第95页 |
| 6.3.6 RPS11及RPS5与CMV LS2b体外Pulldown实验 | 第95-97页 |
| 6.3.7 RPS11与CMV LS2b体内BIFC实验 | 第97-100页 |
| 第七章 RPS11下调对CMV侵染及病毒积累的影响 | 第100-115页 |
| 7.1 实验材料、试剂及仪器 | 第100-101页 |
| 7.2 实验方法 | 第101-109页 |
| 7.2.1 构建pTRV2-RPS11基因下调载体 | 第101页 |
| 7.2.2 pTRV2-RPS11载体的农杆菌浸润接种 | 第101页 |
| 7.2.3 RPS11下调验证 | 第101-103页 |
| 7.2.4 RPS11下调对CMV侵染性RNA积累的影响 | 第103-107页 |
| 7.2.5 RPS11下调对CMV侵染及病毒积累的影响 | 第107-109页 |
| 7.3 实验结果与分析 | 第109-115页 |
| 7.3.1 RPS11下调验证 | 第109-110页 |
| 7.3.2 RPS11下调对CMV侵染性RNA积累的影响 | 第110-112页 |
| 7.3.3 RPS11下调对CMV病毒侵染及积累的影响 | 第112-115页 |
| 第八章 RPS11下调对CMV LS2b沉默抑制功能的影响 | 第115-122页 |
| 8.1 实验材料、试剂及仪器 | 第115页 |
| 8.2 实验方法 | 第115-117页 |
| 8.2.1 RPS11下调对LS2b沉默抑制的影响 | 第115-116页 |
| 8.2.2 不同沉默抑制子对RPS11下调的响应 | 第116-117页 |
| 8.3 实验结果与分析 | 第117-122页 |
| 8.3.1 RPS11下调对LS2b沉默抑制的影响 | 第117-119页 |
| 8.3.2 不同沉默抑制子对RPS11下调的响应 | 第119-122页 |
| 第九章 结论与展望 | 第122-124页 |
| 参考文献 | 第124-132页 |
| 缩略词 | 第132-134页 |
| 致谢 | 第134-135页 |
| 作者简介 | 第135页 |
