摘要 | 第5-8页 |
ABSTRACT | 第8-11页 |
第一章 绪论 | 第17-24页 |
1.1 肾间质纤维化 | 第17-19页 |
1.1.1 肾间质纤维化的病理变化 | 第17-18页 |
1.1.2 肾间质纤维化的动物模型 | 第18-19页 |
1.2 脐带间质干细胞在损伤修复中的应用 | 第19-21页 |
1.2.1 脐带间质干细胞在肾损伤中的应用 | 第19-20页 |
1.2.2 脐带间质干细胞在其他组织损伤中的应用 | 第20-21页 |
1.3 间质干细胞来源的exosome及其在损伤修复中的应用 | 第21-22页 |
1.3.1 exosome概述 | 第21页 |
1.3.2 exosome在肾脏疾病中的应用 | 第21-22页 |
1.3.3 exosome在其他疾病中的应用 | 第22页 |
1.4 exosome作为基因及药物载体的应用 | 第22-23页 |
1.5 科学问题的提出 | 第23-24页 |
第二章 研究目的、方法、实验设计方案和意义 | 第24-28页 |
2.1 研究目的 | 第24页 |
2.2 研究方法 | 第24-25页 |
2.3 实验设计方案 | 第25-27页 |
2.3.1 技术路线 1 | 第25-26页 |
2.3.2 技术路线 2 | 第26页 |
2.3.3 技术路线 3 | 第26-27页 |
2.4 研究意义 | 第27-28页 |
第三章 Huc MSC-exosome对UUO模型的修复及机制研究 | 第28-47页 |
3.1 实验材料与仪器 | 第28-30页 |
3.1.1 主要材料、试剂 | 第28-29页 |
3.1.2 主要仪器、耗材 | 第29-30页 |
3.2 方法 | 第30-34页 |
3.2.1 huc MSC-exosome提取及鉴定 | 第30页 |
3.2.2 单侧输尿管结扎模型和huc MSC-exosome干预模型构建 | 第30-31页 |
3.2.3 单侧输尿管模型鉴定 | 第31页 |
3.2.4 huc MSC-exosome体内示踪 | 第31页 |
3.2.5 血清生化指标分析 | 第31页 |
3.2.6 制作石肾组织蜡切片、HE染色 | 第31-32页 |
3.2.7 Masson染色 | 第32页 |
3.2.8 免疫组织化学染色 | 第32-33页 |
3.2.9 免疫荧光染色 | 第33页 |
3.2.10 肾组织蛋白质提取 | 第33-34页 |
3.2.11 Western blot | 第34页 |
3.3 结果 | 第34-45页 |
3.3.1 UUO模型鉴定 | 第34-36页 |
3.3.2 UUO模型血清生化指标分析 | 第36-38页 |
3.3.3 huc MSC-exosome体内示踪 | 第38页 |
3.3.4 huc MSC-exosome改善肾功能 | 第38-40页 |
3.3.5 huc MSC-exosome改善肾脏结构减少胶原沉积 | 第40-41页 |
3.3.6 huc MSC-exosome缓解EMT进程改善肾间质纤维化 | 第41-43页 |
3.3.7 huc MSC-exosome降低LOXL2蛋白表达 | 第43-45页 |
3.4 讨论 | 第45-47页 |
第四章 Huc MSC-exosome抑制TGF-Β1 诱导的NRK-52E细胞的上皮间质转化 | 第47-57页 |
4.1 实验材料与仪器 | 第47-48页 |
4.1.1 主要材料、试剂 | 第47-48页 |
4.1.2 主要仪器 | 第48页 |
4.2 方法 | 第48-50页 |
4.2.1 大鼠肾小管上皮细胞培养 | 第48页 |
4.2.2 TGF-β1 诱导及与exosome共培养 | 第48页 |
4.2.3 RNA提取 | 第48-49页 |
4.2.4 逆转录PCR | 第49页 |
4.2.5 荧光定量RT-PCR | 第49-50页 |
4.2.6 数据处理与统计 | 第50页 |
4.3 结果 | 第50-55页 |
4.3.1 TGF-β1 诱导NRK-52E细胞发生EMT的最适剂量 | 第50-52页 |
4.3.2 huc MSC-exosome缓解TGF-β1 诱导的EMT | 第52-53页 |
4.3.3 NRK-52E细胞mi R-199a表达 | 第53-55页 |
4.4 讨论 | 第55-57页 |
结论及展望 | 第57-59页 |
参考文献 | 第59-68页 |
致谢 | 第68-70页 |
攻读硕士学位期间发表的学术论文与参加的会议 | 第70页 |