| 摘要 | 第4-10页 |
| Abstract | 第10-15页 |
| 常用英文缩写 | 第16-24页 |
| 第一部分 低氧促进猪骨髓间充质干细胞定向分化为内皮细胞 | 第24-58页 |
| 第1章 绪论 | 第24-26页 |
| 第2章 材料与方法 | 第26-39页 |
| 2.1 实验材料 | 第26-30页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第26-28页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第28-29页 |
| 2.1.3 细胞系 | 第29页 |
| 2.1.4 实验动物 | 第29-30页 |
| 2.1.5 主要试剂的配制 | 第30页 |
| 2.2 实验方法 | 第30-39页 |
| 2.2.1 pBM-MSCs的分离、培养 | 第30-31页 |
| 2.2.2 pBM-MSCs的表型鉴定——流式细胞术 | 第31页 |
| 2.2.3 常氧条件下体外诱导pBM-MSCs定向分化为内皮细胞 | 第31-32页 |
| 2.2.4 细胞增殖能力实验——CCK-8 检测 | 第32页 |
| 2.2.5 低氧条件下体外诱导pBM-MSCs定向分化为内皮细胞 | 第32-33页 |
| 2.2.6 实时荧光定量PCR检测 | 第33-35页 |
| 2.2.7 免疫印迹试验（Western blot）检测 | 第35-37页 |
| 2.2.8 血管生成实验 | 第37-38页 |
| 2.2.9 统计学分析 | 第38-39页 |
| 第3章 实验结果 | 第39-52页 |
| 3.1 分离培养pBM-MSCs的形态学特点 | 第39-40页 |
| 3.2 pBM-MSCs流式细胞学表型鉴定 | 第40-41页 |
| 3.3 常氧下体外诱导pBM-MSCs向内皮细胞分化 | 第41-43页 |
| 3.3.1 pBM-MSCs定向诱导后的形态学变化 | 第41-42页 |
| 3.3.2 pBM-MSCs定向诱导后内皮细胞标志物的表达情况 | 第42-43页 |
| 3.4 低氧下pBM-MSCs与HCAECs的增殖情况 | 第43-45页 |
| 3.5 低氧促进pBM-MSCs向内皮细胞分化 | 第45-49页 |
| 3.5.1 低氧下pBM-MSCs定向诱导后的细胞形态学变化 | 第45-47页 |
| 3.5.2 低氧对pBM-MSCs定向诱导后VE-Cadherin，vWF mRNA表达的影响 | 第47-48页 |
| 3.5.3 低氧对pBM-MSCs定向诱导后的VE-Cadherin，vWF蛋白表达的影响 | 第48-49页 |
| 3.6 低氧对pBM-MSCs定向诱导后细胞体外血管生成的影响 | 第49-52页 |
| 第4章 讨论 | 第52-56页 |
| 第5章 小结 | 第56-58页 |
| 第二部分 肌红蛋白的结构与NIR功能 | 第58-82页 |
| 第1章 绪论 | 第58-62页 |
| 1.1 血红素蛋白 | 第58页 |
| 1.2 肌红蛋白的结构与功能 | 第58-62页 |
| 第2章 人肌红蛋白及C110A突变体蛋白的表达、纯化 | 第62-82页 |
| 2.1 实验材料 | 第62-66页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第62-63页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第63-65页 |
| 2.1.3 主要试剂的配置 | 第65-66页 |
| 2.2 实验方法 | 第66-74页 |
| 2.2.1 人肌红蛋白氨基酸定点突变 | 第66-69页 |
| 2.2.2 制备感受态 | 第69页 |
| 2.2.3 质粒DNA的转化 | 第69-70页 |
| 2.2.4 质粒抽提 | 第70页 |
| 2.2.5 基因测序 | 第70页 |
| 2.2.6 hMb及C110A突变体蛋白的表达与纯化 | 第70-72页 |
| 2.2.7 吡啶光谱法测定hMb及C110A-hMb的摩尔消光系数 | 第72-73页 |
| 2.2.8 聚丙烯凝胶电泳 | 第73-74页 |
| 2.3 实验结果 | 第74-81页 |
| 2.3.1 hMb及C110A突变体质粒测序结果 | 第74-76页 |
| 2.3.2 hMb与C110A-hMb蛋白电泳结果 | 第76-77页 |
| 2.3.3 hMb及C110A-hMb的紫外-可见光谱特征 | 第77-79页 |
| 2.3.4 hMb及C110A-hMb的摩尔消光系数 | 第79-81页 |
| 2.4 讨论 | 第81-82页 |
| 第3章hMb与C110A-hMb的NIR活性比较 | 第82-90页 |
| 3.1 实验材料 | 第82-83页 |
| 3.1.1 主要试剂 | 第82页 |
| 3.1.2 主要仪器 | 第82-83页 |
| 3.2 实验方法 | 第83-85页 |
| 3.2.1 紫外动力学测定hMb与C110A-hMb的NIR活性 | 第83页 |
| 3.2.2 电子顺磁共振（Electron paramagnetic resonance，EPR）波谱测定hMb与C110A-hMb的NIR活性 | 第83-85页 |
| 3.3 实验结果 | 第85-89页 |
| 3.3.1 紫外动力学比较hMb与C110A-hMb的NIR活性 | 第85-88页 |
| 3.3.2 hMb与C110A-hMb的EPR波谱比较 | 第88-89页 |
| 3.4 讨论 | 第89-90页 |
| 第4章 小结 | 第90-92页 |
| 第三部分Mb在低氧下促进pBM-MSCs定向分化为内皮细胞 | 第92-138页 |
| 第1章 绪论 | 第92-94页 |
| 第2章 材料与方法 | 第94-110页 |
| 2.1 实验材料 | 第94-99页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第94-96页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第96-97页 |
| 2.1.3 细胞系 | 第97-98页 |
| 2.1.4 实验动物 | 第98页 |
| 2.1.5 主要试剂的配制 | 第98-99页 |
| 2.2 实验方法 | 第99-110页 |
| 2.2.1 pBM-MSCs的分离、培养与鉴定 | 第99-100页 |
| 2.2.2 常氧下体外诱导pBM-MSCs向内皮细胞定向分化 | 第100页 |
| 2.2.3 低氧下体外诱导pBM-MSCs定向分化为内皮细胞 | 第100-101页 |
| 2.2.4 q RT-PCR检测 | 第101-103页 |
| 2.2.5 Western blot检测 | 第103-105页 |
| 2.2.6 免疫荧光（Immunofluorescence，IF）检测 | 第105-106页 |
| 2.2.7 Griess Reagent System检测细胞培养上清NO | 第106页 |
| 2.2.8 DAF-FM diacetate（NO荧光探针）检测细胞内NO | 第106-107页 |
| 2.2.9 ELISA检测细胞培养上清VEGF水平 | 第107-108页 |
| 2.2.10 pBM-MSCs转染myoglobin si RNA及鉴定 | 第108-109页 |
| 2.2.11 血管生成实验 | 第109页 |
| 2.2.12 统计学分析 | 第109-110页 |
| 第3章 实验结果 | 第110-131页 |
| 3.1 pBM-MSCs的分离、培养与鉴定 | 第110页 |
| 3.2 Mb在pBM-MSCs中的表达情况 | 第110-112页 |
| 3.2.1 q RT-PCR检测pBM-MSCs表达Mb | 第110-111页 |
| 3.2.2 Western blot检测pBM-MSCs表达Mb | 第111-112页 |
| 3.2.3 IF检测pBM-MSCs中Mb的表达与分布 | 第112页 |
| 3.3 Mb在常氧及低氧下pBM-MSCs增殖与定向诱导分化过程中的表达 | 第112-119页 |
| 3.3.1 Mb在常氧下pBM-MSCs定向分化中的表达 | 第112-113页 |
| 3.3.2 Mb在低氧状态下pBM-MSCs增殖过程中的表达 | 第113-115页 |
| 3.3.3 Mb在低氧下pBM-MSCs定向分化过程中的表达 | 第115-119页 |
| 3.4 Mb在低氧下促pBM-MSCs分化为内皮细胞中的作用机制 | 第119-131页 |
| 3.4.1 低氧下pBM-MSCs定向分化过程中NO的变化 | 第119-121页 |
| 3.4.2 低氧下pBM-MSCs定向分化过程HIF-1α/ VEGF表达 | 第121-125页 |
| 3.4.3 Mb干扰对低氧下pBM-MSCs分化为内皮细胞影响 | 第125-131页 |
| 第4章 讨论 | 第131-136页 |
| 第5章 小结 | 第136-138页 |
| 结论 | 第138-140页 |
| 参考文献 | 第140-154页 |
| 综述 | 第154-172页 |
| 参考文献 | 第164-172页 |
| 攻读博士期间取得的科研成果 | 第172-174页 |
| 基金资助 | 第174-176页 |
| 致谢 | 第176-177页 |
