| 摘要 | 第1-11页 |
| ABSTRACT | 第11-14页 |
| 符号说明 | 第14-16页 |
| 第一章 肠道菌群与肠道免疫研究进展 | 第16-37页 |
| 第一节 哺乳动物的肠道天然免疫概述 | 第16-21页 |
| 1. 肠道菌群的功能 | 第16-17页 |
| 2. 肠道中参与免疫反应的分子和细胞 | 第17-21页 |
| ·炎性小体 | 第17-19页 |
| ·Ⅰ-型干扰素在肠道细菌感染中的作用 | 第19页 |
| ·固有淋巴细胞(Innate lymmphoid cells,ILCs) | 第19-20页 |
| ·辅助性T细胞 | 第20-21页 |
| 第二节 无脊椎动物肠道免疫 | 第21-29页 |
| 1. 果蝇的肠道免疫 | 第21-27页 |
| ·果蝇肠道结构 | 第22页 |
| ·果蝇肠道是动态的器官 | 第22-23页 |
| ·IMD信号和AMPs的产生 | 第23-24页 |
| ·IMD途径的限制调节 | 第24-25页 |
| ·抗菌免疫反应中活性氧(ROS)的产生 | 第25-26页 |
| ·感染后肠道上皮的再生 | 第26-27页 |
| 2. 对虾肠道细菌 | 第27-28页 |
| 3. 甲壳动物的免疫研究 | 第28-29页 |
| 第三节 活性氧的产生及其在肠道免疫中的功能 | 第29-34页 |
| 1. NOX(Nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase)家族 | 第29-31页 |
| 2. DUOX的结构和活性调节 | 第31-34页 |
| ·DUOX的分子结构和功能 | 第31-33页 |
| ·DUOX的活性调节 | 第33页 |
| ·G蛋白偶联受体 | 第33-34页 |
| 第四节 肠道免疫研究意义及技术路线 | 第34-37页 |
| 第二章 双氧化酶(DUOX)通过产生活性氧调节对虾肠道菌群的动态平衡 | 第37-58页 |
| 一、前言 | 第37-38页 |
| 二、材料与方法 | 第38-44页 |
| 1. 试剂和材料 | 第38-39页 |
| 2. 仪器 | 第39页 |
| 3. 肠道可培养菌群的鉴定 | 第39页 |
| 4. 对虾的经口感染和样品收集 | 第39-40页 |
| 5. 总RNA的提取和cDNA的合成 | 第40页 |
| 6. 序列比对和系统发生分析 | 第40-41页 |
| 7. 半定量RT-PCR和实时定量PCR | 第41页 |
| 8. 双链RNA的合成和RNA干扰 | 第41-42页 |
| 9. ROS相对含量检测 | 第42-43页 |
| 10. 干扰MjDUOXs后存活率检测 | 第43页 |
| 11. 干扰MjDUOXs后细菌清除检测 | 第43页 |
| 12. MjDUOXs干扰后对虾肠道细菌计数与鉴定 | 第43页 |
| 13. 对虾中肠冷冻切片的制作和H&E染色 | 第43-44页 |
| 三、结果 | 第44-56页 |
| 1. 对虾肠道中可培养菌群分析 | 第44页 |
| 2. 对虾经口感染方法的建立 | 第44-45页 |
| 3. MjDUOX2序列特征 | 第45-51页 |
| 4. 组织分布和表达模式 | 第51-52页 |
| 5. MjDUOXs基因RNA干扰并感染弧菌后对虾存活率降低 | 第52-53页 |
| 6. 利用RNA干扰敲降MjDUOXs基因表达后对虾肠道的ROS水平降低 | 第53页 |
| 7. 高水平的ROS抑制MjDUOXs的表达 | 第53页 |
| 8. 干扰MjDUOXs后肠道细菌菌群发生变化 | 第53-55页 |
| 9. 弧菌刺激MjDUOXs干扰对虾后肠道形态的观察 | 第55-56页 |
| 四、讨论 | 第56-58页 |
| 第三章 过氧化氢酶参与肠道微生物动态平衡的调控 | 第58-75页 |
| 一、前言 | 第58-59页 |
| 二、材料与方法 | 第59-64页 |
| 1. 试剂、仪器、载体和菌株 | 第59页 |
| 2. 总RNA的提取和cDNA的合成 | 第59页 |
| 3. MjCAT系统发生分析 | 第59页 |
| 4. 半定量RT-PCR和实时定量PCR | 第59-60页 |
| 5. MjCAT重组表达和纯化 | 第60-61页 |
| 6. 多克隆抗体的制备及检测 | 第61-62页 |
| 7. MjCAT蛋白表达模式 | 第62页 |
| 8. ROS检测 | 第62-63页 |
| 9. 组织样品中MjCAT酶活性检测 | 第63页 |
| 10. 双链RNA的合成和RNA干扰 | 第63页 |
| 11. 干扰MjCAT后细菌计数和鉴定 | 第63页 |
| 12. 干扰MjCAT后进行存活率和细菌清除实验 | 第63页 |
| 13. 对虾中肠冷冻切片的制作和H&E染色 | 第63-64页 |
| 三、结果 | 第64-73页 |
| 1. MjCAT的cDNA克隆,序列特征及系统发育树的构建 | 第64-66页 |
| 2. 对虾肠道感染弧菌后MjCAT表达量上调且酶活性增高 | 第66-68页 |
| 3. 肠道感染弧菌后ROS水平升高 | 第68-69页 |
| 4. MjCAT可以降低ROS的积累并改变肠道中的细菌种群 | 第69-71页 |
| 5. 敲降MjCAT表达再经口感染弧菌后对虾的存活率下降 | 第71-73页 |
| 四、讨论 | 第73-75页 |
| 第四章 G-蛋白偶联受体依赖的ROS产生的信号途径参与肠道菌群的动态平衡调控 | 第75-92页 |
| 一、前言 | 第75-76页 |
| 二、材料与方法 | 第76-79页 |
| 1. 试剂、仪器、载体和菌株 | 第76页 |
| 2. 总RNA的提取和cDNA的合成 | 第76页 |
| 3. 序列克隆和系统发生树分析 | 第76-77页 |
| 4. 半定量RT-PCR和实时定量PCR | 第77页 |
| 5. 基因干扰并筛选GPCRs | 第77页 |
| 6. GPCR蛋白的原核表达和纯化和细菌结合实验 | 第77-78页 |
| 7. GPCR过表达 | 第78页 |
| 8. ROS检测 | 第78页 |
| 9. 钙离子抑制 | 第78-79页 |
| 10. 钙离子检测 | 第79页 |
| 三、结果 | 第79-90页 |
| 1. 日本囊对虾中的GPCRs克隆与表达模式分析 | 第79-81页 |
| 2. 干扰GPCR后MjDUOXs表达量降低 | 第81-82页 |
| 3. 干扰MjMeGPCR后对虾肠道中细菌数增加 | 第82页 |
| 4. 干扰MjMeGPCR后ROS·含量降低,过表达MjMeGPCR后ROS含量升高 | 第82-83页 |
| 5. MjMeGPCR结合细菌 | 第83-84页 |
| 6. 对虾肠道感染弧菌后肠细胞之中Ca~(2+)浓度升高且肠道中ROS含量升高 | 第84-85页 |
| 7. 弧菌刺激后MjATF2表达量升高 | 第85-86页 |
| 8. 干扰MjATF2后ROS降低且细菌种群变化 | 第86-88页 |
| 9. Mjp38的组织分布 | 第88页 |
| 10. Mjp38活性受抑制之后MjDUOXs的表达量和ROS相对含量降低 | 第88-90页 |
| 四、讨论 | 第90-92页 |
| 论文创新点总结 | 第92-94页 |
| 参考文献 | 第94-103页 |
| 致谢 | 第103-104页 |
| 在读期间发表的文章 | 第104-105页 |
| 学位论文评阅及答辩情况表 | 第105页 |
