中文摘要 | 第4-9页 |
英文摘要 | 第9-16页 |
符号说明 | 第20-21页 |
前言 | 第21-23页 |
第一章 天然衍生脱细胞牛心包膜的制备 | 第23-44页 |
1 材料与方法 | 第24-30页 |
1.1 实验动物 | 第24页 |
1.2 实验仪器 | 第24页 |
1.3 实验试剂 | 第24-25页 |
1.4 牛心包的制备 | 第25页 |
1.5 牛心包脱细胞处理 | 第25-27页 |
1.6 脱细胞牛心包交联实验 | 第27-29页 |
1.7 统计学方法 | 第29-30页 |
2 结果 | 第30-33页 |
2.1 天然牛心包脱细胞结果 | 第30-32页 |
2.2 交联实验结果 | 第32-33页 |
3 讨论 | 第33-37页 |
3.1 天然牛心包脱细胞方法筛选 | 第33-36页 |
3.2 交联方法的选择 | 第36-37页 |
4 结论 | 第37-38页 |
5 附图 | 第38-44页 |
第二章 骨髄间充质干细胞(BMSCs)多向诱导培养及BMP-2基因转染BMSCs实验研究 | 第44-59页 |
1 材料与方法 | 第45-51页 |
1.1 实验动物 | 第45页 |
1.2 实验仪器 | 第45页 |
1.3 实验试剂 | 第45-46页 |
1.4 实验方法 | 第46-51页 |
2 结果 | 第51-53页 |
2.1 BMSCs形态学观察 | 第51-52页 |
2.2 传代BMSCs生长增殖情况 | 第52页 |
2.3 成骨诱导分化检测 | 第52页 |
2.4 成脂诱导分化检测 | 第52页 |
2.5 成软骨诱导分化检测 | 第52页 |
2.6 相差显微镜及荧光显微镜下观察转染细胞 | 第52页 |
2.7 RT-PCR检测 | 第52-53页 |
2.8 Westernblot检测 | 第53页 |
2.9 ALP活性定量检测 | 第53页 |
3 讨论 | 第53-55页 |
3.1 BMP-2基因转染BMSCs细胞 | 第54-55页 |
4 结论 | 第55页 |
5 附图 | 第55-59页 |
第三章 脱细胞牛心包膜复合BMP-2转染的BMSCs引导骨组织再生的体外实验研究 | 第59-76页 |
1 材料与方法 | 第59-68页 |
1.1 试剂和仪器 | 第59-60页 |
1.2 实验方法 | 第60-68页 |
2 结果 | 第68-69页 |
2.1 光镜观察复合功能膜上细胞生长情况 | 第68页 |
2.2 脱细胞牛心包对BMP2在BMSCs的表达影响 | 第68页 |
2.3 脱细胞的牛心包对转基因后BMSCs的细胞毒性检测 | 第68页 |
2.4 脱细胞的牛心包对转基因后BMSCs的细胞粘附能力影响 | 第68页 |
2.5 脱细胞的牛心包对转基因后BMSCs中ALP活性的影响 | 第68-69页 |
2.6 脱细胞的牛心包对转基因后BMSCs中Ⅰ型胶原蛋白表达的影响 | 第69页 |
2.7 脱细胞的牛心包对转基因后BMSCs中骨桥蛋白和骨耗蛋白mRNA表达的影响 | 第69页 |
3 讨论 | 第69-71页 |
4 结论 | 第71-72页 |
5 附图 | 第72-76页 |
第四章 脱细胞牛心包膜复合BMP-2转染的BMSCs引导骨再生的动物实验研究 | 第76-86页 |
1 材料与方法 | 第76-78页 |
1.1 试剂和仪器 | 第76-77页 |
1.2 实验动物 | 第77页 |
1.3 实验方法 | 第77页 |
1.4 骨缺损模型 | 第77-78页 |
1.5 大体观察 | 第78页 |
1.6 X线检查 | 第78页 |
1.7 组织学观察 | 第78页 |
1.8 统计学方法 | 第78页 |
2 结果 | 第78-81页 |
2.1 大体观察 | 第78-79页 |
2.2 骨缺损区组织学观察 | 第79-80页 |
2.3 X线结果 | 第80页 |
2.4 骨密度的测量 | 第80页 |
2.5 新生骨面积百分比测定及比较 | 第80-81页 |
3 讨论 | 第81-82页 |
3.1 实验性骨缺损动物模型的建立 | 第81页 |
3.2 实验性骨缺损修复的评价方法 | 第81-82页 |
3.3 脱细胞牛心包复合BMP-2转染的BMSCs复合材料的引导骨再生作用 | 第82页 |
4 结论 | 第82-83页 |
5 附图 | 第83-86页 |
参考文献 | 第86-98页 |
综述 | 第98-108页 |
参考文献 | 第104-108页 |
攻读博士期间主要研究成果 | 第108-109页 |
致谢 | 第109页 |