| 摘要 | 第11-13页 |
| ABSTRACT | 第13-14页 |
| 常用中英文缩略词表 | 第15-16页 |
| 第一章 文献综述 | 第16-28页 |
| 1 肌肉嫩度的影响因素 | 第16-18页 |
| 1.1 肌内脂肪与嫩度的相关性 | 第16页 |
| 1.2 钙蛋白酶对动物肌肉嫩度的影响及营养调控 | 第16-17页 |
| 1.3 小热休克蛋白对肌肉嫩度的影响 | 第17-18页 |
| 2 Peroxiredoxin6基因的研究进展 | 第18-22页 |
| 2.1 Prdx6的结构、组织分布和功能 | 第18-20页 |
| 2.2 Prdx6与疾病 | 第20-21页 |
| 2.3 Prdx6与肌肉嫩度 | 第21-22页 |
| 3 Peroxiredoxin 2 基因的研究进展 | 第22-24页 |
| 3.1 Prdx2的催化循环 | 第22页 |
| 3.2 Prdx2的功能 | 第22-23页 |
| 3.3 Prdx2与疾病 | 第23-24页 |
| 3.4 Prdx2的其他生理作用 | 第24页 |
| 4 活性氧 | 第24-27页 |
| 4.1 活性氧的产生 | 第24-25页 |
| 4.2 活性氧的功能 | 第25页 |
| 4.3 抗氧化物 | 第25-26页 |
| 4.4 活性氧在脂肪发育和肌肉分化中的作用 | 第26-27页 |
| 5 本研究的目的与意义 | 第27-28页 |
| 第二章 猪Prdx6基因的转录调控机制的研究 | 第28-102页 |
| 1 实验材料 | 第28-33页 |
| 1.1 实验样品 | 第28页 |
| 1.2 细胞、菌株和载体 | 第28页 |
| 1.3 试剂盒 | 第28-29页 |
| 1.4 主要的生化试剂和药品 | 第29-30页 |
| 1.5 主要的仪器、设备及耗材 | 第30-31页 |
| 1.6 缓冲液和常用试剂的配制 | 第31-32页 |
| 1.7 主要的生物信息学网站和软件 | 第32-33页 |
| 2 实验方法 | 第33-69页 |
| 2.1 猪Prdx6基因组织表达谱分析 | 第33-35页 |
| 2.1.1 组织总RNA的提取 | 第33-34页 |
| 2.1.2 cDNA的合成 | 第34-35页 |
| 2.1.3 猪Prdx6基因的组织表达分析 | 第35页 |
| 2.2 猪Prdx6、Prdx2基因转录起始位点的鉴定 | 第35-38页 |
| 2.3 猪Prdx6、Prdx2基因 5′端上游调控区域的克隆和分析 | 第38-42页 |
| 2.3.1 猪Prdx6、Prdx2基因 5′侧翼序列的生物信息学分析 | 第38-39页 |
| 2.3.2 猪Prdx6、Prdx2基因 5′上游调控区域的克隆和分析 | 第39-42页 |
| 2.4 猪Prdx6、Prdx2基因近端启动子缺失分析 | 第42-45页 |
| 2.4.1 猪Prdx6、Prdx2基因启动子不同缺失片段的获得 | 第42页 |
| 2.4.2 猪Prdx6、Prdx2基因启动子缺失片段转染载体的构建 | 第42-44页 |
| 2.4.3 启动子缺失载体在三种不同真核细胞中的活性分析 | 第44-45页 |
| 2.4.4 核心启动区的进一步寻找和验证 | 第45页 |
| 2.5 Prdx6核心启动区甲基化研究 | 第45-49页 |
| 2.5.1 DNA的提取（QIAamp DNA Mini Kit 51304） | 第45-46页 |
| 2.5.2 DNA亚硫酸氢盐处理（EpiTec Bisulfite Handbook，59104） | 第46-47页 |
| 2.5.3 转换后DNA的纯化 | 第47-48页 |
| 2.5.4 引物设计方法（PSQ Assay Design软件） | 第48页 |
| 2.5.5 PCR扩增 | 第48-49页 |
| 2.6 启动子缺失载体与转录因子共转染实验 | 第49-50页 |
| 2.6.1 转录因子超表达载体的构建 | 第49-50页 |
| 2.6.2 启动子缺失片段与转录因子超表达载体共转染细胞 | 第50页 |
| 2.7 定点突变实验 | 第50-53页 |
| 2.8 转录因子超表达实验 | 第53-58页 |
| 2.8.1 转录因子超表达的转染实验 | 第53页 |
| 2.8.2 提细胞总RNA | 第53-54页 |
| 2.8.3 反转录成cDNA | 第54页 |
| 2.8.4 荧光定量PCR检测 | 第54-55页 |
| 2.8.5 细胞总蛋白的提取 | 第55-56页 |
| 2.8.6 蛋白浓度的测定 | 第56页 |
| 2.8.7 Western Blot实验 | 第56-58页 |
| 2.9 干涉实验 | 第58-59页 |
| 2.10 EMSA实验 | 第59-64页 |
| 2.10.1 探针的准备 | 第59页 |
| 2.10.2 核蛋白提取 | 第59-61页 |
| 2.10.3 EMSA实验流程 | 第61-64页 |
| 2.11 Ch IP实验 | 第64-68页 |
| 2.12 免疫沉淀实验 | 第68-69页 |
| 2.12.1 非变性裂解液收集细胞 | 第68页 |
| 2.12.2 免疫共沉淀 | 第68-69页 |
| 3 结果 | 第69-95页 |
| 3.1 猪Prdx6基因转录调控机制的研究 | 第69-89页 |
| 3.1.1 Prdx6基因在猪不同组织中表达情况分析 | 第69页 |
| 3.1.2 猪Prdx6基因转录起始位点的鉴定 | 第69-70页 |
| 3.1.3 猪Prdx6基因 5′端上游调控区域的生物信息学分析 | 第70-73页 |
| 3.1.4 猪Prdx6基因 5′端上游调控区域克隆和分析 | 第73页 |
| 3.1.5 猪Prdx6基因 5′端上游调控区域的缺失载体的构建 | 第73页 |
| 3.1.6 启动子在三种不同真核细胞中活性分析结果 | 第73-74页 |
| 3.1.7 构建进一步的缺失载体 | 第74-75页 |
| 3.1.8 细致缺失片段在C2C12细胞中的活性分析 | 第75-76页 |
| 3.1.9 预测猪Prdx6基因启动子区CpG岛分布情况。 | 第76-77页 |
| 3.1.10 核心启动区的甲基化分析 | 第77-79页 |
| 3.1.11 启动子载体与转录因子共转染分析 | 第79页 |
| 3.1.12 定点突变验证 | 第79-80页 |
| 3.1.13 超表达转录因子对Prdx6基因表达量的影响 | 第80-81页 |
| 3.1.14 Q-PCR检测 | 第81-82页 |
| 3.1.15 Western检测 | 第82-83页 |
| 3.1.16 干涉转录因子对Prdx6基因表达量的影响 | 第83-84页 |
| 3.1.17 体内外验证转录因子结合实验 | 第84页 |
| 3.1.18 EMSA | 第84-86页 |
| 3.1.19 ChIP | 第86-88页 |
| 3.1.20 Prdx6与C/EBPβ 和CREB的蛋白互作分析 | 第88-89页 |
| 3.2 猪Prdx2基因的转录调控研究 | 第89-95页 |
| 3.2.1 猪Prdx2基因的组织表达谱分析 | 第89页 |
| 3.2.2 猪Prdx2基因转录起始位点的鉴定 | 第89-90页 |
| 3.2.3 猪Prdx2基因 5′端上游调控区域的生物信息学分析 | 第90-93页 |
| 3.2.4 猪Prdx2基因 5′端上游调控区域克隆和分析 | 第93页 |
| 3.2.5 猪Prdx2基因 5′端上游调控区域的缺失载体的构建 | 第93页 |
| 3.2.6 启动子在三种不同真核细胞中活性分析结果 | 第93-94页 |
| 3.2.7 构建进一步的缺失载体 | 第94-95页 |
| 3.2.8 细致缺失片段在C2C12细胞中的活性分析 | 第95页 |
| 4 讨论 | 第95-102页 |
| 4.1 猪Prdx6基因转录调控分子机制 | 第95-100页 |
| 4.1.1 猪Prdx6基因组织表达谱和转录起始位点分析 | 第95-96页 |
| 4.1.2 猪Prdx6基因启动子区转录因子分析 | 第96-97页 |
| 4.1.3 猪Prdx6基因CpG岛甲基化分析 | 第97页 |
| 4.1.4 猪Prdx6基因的转录调控机制分析 | 第97-100页 |
| 4.2 猪Prdx2基因转录调控分子机制 | 第100-102页 |
| 第三章 Prdx6、Prdx2基因调控肌肉、脂肪发育的分子机制 | 第102-123页 |
| 1 实验材料 | 第102-103页 |
| 1.1 主要的试剂、药品及试剂盒 | 第102页 |
| 1.2 细胞系和载体和cDNA | 第102页 |
| 1.3 主要的仪器设备 | 第102页 |
| 1.4 试剂配制 | 第102-103页 |
| 2 实验方法 | 第103-109页 |
| 2.1 细胞分化方法 | 第103-104页 |
| 2.2 荧光定量PCR法检测细胞中Prdx6含量 | 第104-105页 |
| 2.3 在C2C12细胞中超表达Prdx6基因对细胞分化影响的检测 | 第105-106页 |
| 2.3.1 构建小鼠Prdx6基因超表达载体 | 第105-106页 |
| 2.3.2 鼠Prdx6真核表达载体的瞬时转染及定量和Western分析 | 第106页 |
| 2.4 干涉Prdx6基因对C2C12细胞分化影响的实验验证 | 第106-107页 |
| 2.4.1 设计干涉片段 | 第106-107页 |
| 2.4.2 siRNA的瞬时转染和荧光定量PCR及Western检测干涉效果 | 第107页 |
| 2.5 细胞活性氧的检测方法 | 第107-109页 |
| 2.5.1 活性氧检测的原理 | 第107页 |
| 2.5.2 酶标仪法检测C2C12细胞分化不同时期ROS含量 | 第107-108页 |
| 2.5.3 流式细胞仪法检测细胞分化不同时期ROS含量 | 第108页 |
| 2.5.4 其他检测方法 | 第108-109页 |
| 2.5.5 NAC处理细胞的活性氧检测 | 第109页 |
| 2.5.5 超表达和干涉Prdx6基因后的活性氧检测 | 第109页 |
| 3 结果 | 第109-121页 |
| 3.1 Prdx6、Prdx2基因在肌肉、脂肪细胞的分化过程中表达情况的检测 | 第109-113页 |
| 3.1.1 Prdx6、Prdx2基因在C2C12细胞分化中的表达情况 | 第109-111页 |
| 3.1.2 Prdx6、Prdx2基因在 3T3-L1细胞分化中的表达情况 | 第111-112页 |
| 3.1.3 Prdx6、Prdx2基因在猪肌内脂肪细胞（IMF）分化中的表达情况 | 第112-113页 |
| 3.2 超表达Prdx6基因 对C2C12细胞分化的影响 | 第113-116页 |
| 3.2.1 Prdx6基因表达载体构建 | 第113-114页 |
| 3.2.2 Prdx6基因超表达的定量检测结果 | 第114-115页 |
| 3.2.3 Prdx6基因超表达的Western检测结果 | 第115-116页 |
| 3.3 在C2C12细胞中干涉Prdx6基因 | 第116-118页 |
| 3.3.1 干涉Prdx6基因的定量检测 | 第116-117页 |
| 3.3.2 Prdx6基因干涉的Western检测结果 | 第117-118页 |
| 3.4 Prdx6基因通过调控ROS水平影响C2C12细胞分化 | 第118-121页 |
| 3.4.1 C2C12细胞分化过程中ROS水平检测 | 第118-119页 |
| 3.4.2 体外添加抗氧化剂NAC对细胞分化过程中ROS含量的影响 | 第119-120页 |
| 3.4.3 超表达和干涉Prdx6对细胞分化过程中ROS含量的影响 | 第120-121页 |
| 4 讨论 | 第121-123页 |
| 第五章 小结 | 第123-125页 |
| 1 本文得到的结论 | 第123页 |
| 2 主要创新点 | 第123-124页 |
| 3 不足之处和下一步计划 | 第124-125页 |
| 参考文献 | 第125-138页 |
| 附录 | 第138-142页 |
| 在读期间的科研成果 | 第142-143页 |
| 致谢 | 第143-144页 |
