| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-7页 |
| 第一章 前言 | 第16-28页 |
| 1.1 引言 | 第16-18页 |
| 1.2 NOA1的基本结构 | 第18-19页 |
| 1.3 NOA1与MEP代谢途径 | 第19-20页 |
| 1.4 NOA1与植物激素 | 第20页 |
| 1.5 NOA1与非生物逆境响应 | 第20-22页 |
| 1.6 NOA1与核糖体 | 第22-27页 |
| 1.6.1 核糖体的结构与生物合成 | 第22-23页 |
| 1.6.2 叶绿体核糖体与原核生物核糖体的异同 | 第23-24页 |
| 1.6.3 核糖体与冷敏感 | 第24-27页 |
| 1.7 本研究的目的和意义 | 第27-28页 |
| 第二章 OsNOA1干涉和超表达转基因水稻的比较研究 | 第28-65页 |
| 引言 | 第28页 |
| 2.1 材料与方法 | 第28-34页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第28页 |
| 2.1.2 主要仪器设备 | 第28页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第28-29页 |
| 2.1.4 主要试剂配方 | 第29页 |
| 2.1.5 所用引物 | 第29页 |
| 2.1.6 实验方法 | 第29-34页 |
| 2.1.6.1 材料的培养与处理 | 第29-30页 |
| 2.1.6.2 可溶性总蛋白含量的测定 | 第30页 |
| 2.1.6.3 叶绿素含量的测定 | 第30页 |
| 2.1.6.4 Rubisco含量的测定 | 第30页 |
| 2.1.6.5 定量RT-PCR分析目的基因表达量 | 第30-31页 |
| 2.1.6.6 定量蛋白质组学供试材料的预处理 | 第31-32页 |
| 2.1.6.7 定量蛋白质组学供试材料的TMT蛋白标记 | 第32页 |
| 2.1.6.8 蛋白质组学实验流程与Mascot软件参数 | 第32-33页 |
| 2.1.6.9 数据处理与分析 | 第33-34页 |
| 2.2 实验结果与分析 | 第34-64页 |
| 2.2.1 OsNOA1转基因植株的表型分析 | 第34-37页 |
| 2.2.2 OsNOA1表达量的定量分析 | 第37-38页 |
| 2.2.3 叶绿素或Rubisco代谢相关基因的定量分析 | 第38-40页 |
| 2.2.4 可溶性总蛋白和Rubisco含量的测定 | 第40页 |
| 2.2.5 OsNOA1调控叶绿体蛋白的合成 | 第40-42页 |
| 2.2.6 转基因植株的定量蛋白质组学分析 | 第42-64页 |
| 2.2.6.1 蛋白质组学数据回归分析与显著差异倍数的确定 | 第42-44页 |
| 2.2.6.2 OsNOA1蛋白在各转基因植株中的表达情况 | 第44页 |
| 2.2.6.3 OsNOA1-RNAi与OsNOA1-Ox line45显著差异蛋白的比较 | 第44-47页 |
| 2.2.6.4 OsNOA1干涉植株中显著下调蛋白的亚细胞定位预测结果 | 第47-48页 |
| 2.2.6.5 OsNOA1与叶绿体核糖体蛋白的关系 | 第48页 |
| 2.2.6.6 OsNOA1对水稻代谢途径的影响 | 第48-64页 |
| 2.3 本章小结 | 第64-65页 |
| 第三章 OsNOA1转基因植株低温敏感表型的机理 | 第65-92页 |
| 引言 | 第65页 |
| 3.1 材料与方法 | 第65-80页 |
| 3.1.1 供试材料 | 第65页 |
| 3.1.2 酵母双杂交载体与酵母菌株 | 第65-66页 |
| 3.1.3 原核表达载体与菌株 | 第66-67页 |
| 3.1.4 双元表达载体 | 第67-68页 |
| 3.1.5 主要试剂 | 第68页 |
| 3.1.6 主要仪器设备 | 第68页 |
| 3.1.7 相关试剂配方 | 第68-71页 |
| 3.1.7.1 蛋白质电泳相关试剂配方 | 第68-69页 |
| 3.1.7.2 硝酸还原酶酶活测定相关试剂配方 | 第69页 |
| 3.1.7.3 培养基配方 | 第69-70页 |
| 3.1.7.4 酵母转化相关试剂配方 | 第70页 |
| 3.1.7.5 Western杂交相关试剂配方 | 第70页 |
| 3.1.7.6 His-Tag亲和纯化相关试剂配方 | 第70页 |
| 3.1.7.7 蛋白质银染相关试剂配方 | 第70-71页 |
| 3.1.8 所用引物 | 第71页 |
| 3.1.9 实验方法 | 第71-80页 |
| 3.1.9.1 材料准备 | 第71-72页 |
| 3.1.9.2 硝酸还原酶NR的酶活性测定 | 第72页 |
| 3.1.9.3 半定量RT-PCR检测核糖体r RNA的表达量 | 第72-73页 |
| 3.1.9.4 OsNOA1互作蛋白的生物信息学预测 | 第73页 |
| 3.1.9.5 大肠杆菌感受态的制备 | 第73页 |
| 3.1.9.6 热激法转化大肠杆菌 | 第73页 |
| 3.1.9.7 菌液PCR法筛选阳性克隆 | 第73-74页 |
| 3.1.9.8 酵母双杂交载体的构建 | 第74页 |
| 3.1.9.9 诱饵载体转化AH109酵母菌株 | 第74-75页 |
| 3.1.9.10 诱饵蛋白的毒性与自激活检测 | 第75页 |
| 3.1.9.11 cDNA文库的筛选 | 第75-76页 |
| 3.1.9.12 阳性克隆插入片段的PCR扩增 | 第76页 |
| 3.1.9.13 阳性克隆的测序比对 | 第76页 |
| 3.1.9.14 阳性克隆的回转验证 | 第76页 |
| 3.1.9.15 OsNOA1的原核表达与SDS-PAGE电泳鉴定 | 第76-77页 |
| 3.1.9.16 OsNOA1的His-tag亲和纯化 | 第77页 |
| 3.1.9.17 His-Tag pull down实验步骤 | 第77-78页 |
| 3.1.9.18 SDS-PAGE胶的银染步骤 | 第78页 |
| 3.1.9.19 RT-PCR扩增His-OsNOA1片段 | 第78页 |
| 3.1.9.20 pOx-OsNOA1-His载体的构建与水稻愈伤转化 | 第78-79页 |
| 3.1.9.21 Western杂交检测OsNOA1-His融合蛋白的表达 | 第79页 |
| 3.1.9.22 转基因植株的内源His-Tag pull down实验 | 第79-80页 |
| 3.2 实验结果与分析 | 第80-91页 |
| 3.2.1 SNP处理不能挽救OsNOA1干涉植株的低温敏感表型 | 第80-81页 |
| 3.2.2 OsNOA1与OsNR干涉植株的表型差异 | 第81-82页 |
| 3.2.3 叶绿体核糖体与黄化表型的关系 | 第82-83页 |
| 3.2.4 OsNOA1互作蛋白的生物信息学预测 | 第83-84页 |
| 3.2.5 酵母双杂交载体的构建 | 第84-85页 |
| 3.2.6 OsNOA1的毒性与自激活检测 | 第85-86页 |
| 3.2.7 阳性克隆的筛选 | 第86页 |
| 3.2.8 阳性克隆测序结果分析 | 第86-87页 |
| 3.2.9 阳性克隆的回转验证 | 第87页 |
| 3.2.10 His-Tag pull down筛选OsNOA1的互作蛋白 | 第87-90页 |
| 3.2.11 植物内源His-Tag pull-down验证互作结果 | 第90-91页 |
| 3.3 本章小结 | 第91-92页 |
| 第四章 叶绿体逆行信号在OsNOA1调控叶绿体蛋白合成中的作用 | 第92-112页 |
| 引言 | 第92页 |
| 4.1 材料与方法 | 第92-104页 |
| 4.1.1 供试材料 | 第92页 |
| 4.1.2 菌株和载体 | 第92-95页 |
| 4.1.3 仪器与设备 | 第95页 |
| 4.1.4 主要试剂 | 第95页 |
| 4.1.5 所用引物 | 第95-96页 |
| 4.1.6 主要试剂配方 | 第96-97页 |
| 4.1.7 荧光HPLC法测定Mg-Proto IX含量 | 第97-98页 |
| 4.1.8 双基因干涉载体的构建 | 第98-101页 |
| 4.1.8.1 DI-Ubi-RNAi载体的构建 | 第98-99页 |
| 4.1.8.2 DII-35S-RNAi载体的构建 | 第99页 |
| 4.1.8.3 DI-Ubi-iNOA1与DII-35S-iGUN1载体的构建 | 第99-100页 |
| 4.1.8.4 重组构建双基因干涉载体 | 第100-101页 |
| 4.1.8.5 双基因干涉载体的酶切验证 | 第101页 |
| 4.1.9 农杆菌感受态的制备与转化 | 第101-102页 |
| 4.1.10 水稻愈伤组织培养与转化 | 第102-103页 |
| 4.1.10.1 愈伤组织的诱导与继代 | 第102页 |
| 4.1.10.2 农杆菌的活化 | 第102页 |
| 4.1.10.3 愈伤组织的侵染与共培养 | 第102页 |
| 4.1.10.4 抗性愈伤组织的筛选、预分化及分化 | 第102-103页 |
| 4.1.10.5 单拷贝纯合子的获取 | 第103页 |
| 4.1.11 双基因干涉植株的表型观察与叶绿素测定 | 第103页 |
| 4.1.12 双干涉植株中OsNOA1与OsGUN1表达量的检测 | 第103页 |
| 4.1.13 半定量RT-PCR检测逆行信号通路相关基因的表达 | 第103-104页 |
| 4.2 实验结果与分析 | 第104-111页 |
| 4.2.1 OsNOA1干涉植株中Mg-ProtoIX的含量变化 | 第104-105页 |
| 4.2.2 多基因干涉系统的构建 | 第105-106页 |
| 4.2.3 OsNOA1-OsGUN1-RNAi双基因干涉载体的构建 | 第106-107页 |
| 4.2.4 双基因干涉载体的水稻愈伤转化 | 第107-109页 |
| 4.2.5 转基因植株中OsNOA1与OsGUN1基因的表达分析 | 第109-110页 |
| 4.2.6 OsGUN1介导的逆行信号通路相关基因的表达分析 | 第110-111页 |
| 4.3 本章小结 | 第111-112页 |
| 第五章 全文讨论与结论 | 第112-119页 |
| 5.1 OsNOA1只有在正常阈值范围内才能发挥正常功能 | 第112-113页 |
| 5.2 OsNOA1转基因植株的低温敏感表型与NO的关系 | 第113-114页 |
| 5.3 OsNOA1对叶绿体核糖体的调控作用 | 第114-116页 |
| 5.4 叶绿体逆行信号在OsNOA1调控叶绿体蛋白中的作用 | 第116-119页 |
| 本论文的创新点 | 第119-120页 |
| 致谢 | 第120-121页 |
| 参考文献 | 第121-129页 |
| 附录A 附表 | 第129-148页 |
| 附录B 木村B营养液母液配方 | 第148-149页 |
| 附录C 攻读博士学位期间发表的文章 | 第149页 |
