| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词对照表 | 第8-13页 |
| 第一章 前言 | 第13-23页 |
| 1 线粒体 | 第13-15页 |
| 1.1 线粒体氧化磷酸化 | 第13-14页 |
| 1.2 线粒体ROS产生 | 第14-15页 |
| 1.3 线粒体与细胞周期关系 | 第15页 |
| 2 PGC-1α研究现状 | 第15-19页 |
| 2.1 PGC-1α | 第15-16页 |
| 2.2 PGC-1α与线粒体关系 | 第16-18页 |
| 2.3 PGC-1α与能量调控关系 | 第18页 |
| 2.4 PGC-1α剪切体的出现 | 第18-19页 |
| 3 Bcl-2研究现状 | 第19-22页 |
| 3.1 Bcl-2双重功能 | 第20-22页 |
| 3.1.1 Bcl-2原癌功能 | 第20-22页 |
| 3.1.2 Bcl-2抑癌功能 | 第22页 |
| 4 本研究目的和意义 | 第22-23页 |
| 第二章 PGC-1α通过线粒体ROS及ATP调控CH1细胞周期 | 第23-49页 |
| 1 材料 | 第23-26页 |
| 1.1 细胞株 | 第23页 |
| 1.2 主要试剂及耗材 | 第23-24页 |
| 1.3 药品及试剂盒 | 第24页 |
| 1.4 常用试剂配制 | 第24-25页 |
| 1.5 主要仪器 | 第25-26页 |
| 2 实验方法 | 第26-35页 |
| 2.1 构建PGC-1α稳定表达细胞株 | 第26-27页 |
| 2.1.1 细胞培养 | 第26页 |
| 2.1.2 病毒包装和感染 | 第26-27页 |
| 2.1.3 感染后细胞的筛选与冻存 | 第27页 |
| 2.2 Western Blot检测PGC-1α表达 | 第27-30页 |
| 2.2.1 Western Blot实验步骤 | 第27-29页 |
| 2.2.2 检测稳定转染细胞株PGC-1α蛋白表达 | 第29-30页 |
| 2.3 瞬时干扰PGC-1α | 第30-31页 |
| 2.3.1 干扰片段的合成 | 第30页 |
| 2.3.2 转染 | 第30-31页 |
| 2.4 细胞计数 | 第31页 |
| 2.5 PGC-1α对线粒体ROS、细胞内ATP及细胞增殖的影响 | 第31-33页 |
| 2.5.1 流式细胞仪检测细胞中线粒体ROS | 第31-32页 |
| 2.5.2 PGC-1α对细胞内ATP含量的影响 | 第32-33页 |
| 2.5.3 MTS检测PGC-1α对细胞增殖的影响 | 第33页 |
| 2.6 流式细胞术检测PGC-1α高表达及干扰处理后细胞周期时相变化 | 第33页 |
| 2.7 PGC-1α高表达及干扰处理后检测CyclinB1及CyclinD1变化 | 第33页 |
| 2.8 改变细胞ATP对CyclinB1、CyclinD1及细胞周期的影响 | 第33-34页 |
| 2.8.1 降低CH1PGC-1α细胞株ATP后检测CyclinB1/D1蛋白变化 | 第33-34页 |
| 2.8.2 降低CH1PGC-1α细胞ATP后流式检测细胞周期变化 | 第34页 |
| 2.9 改变ROS对CyclinD1、CyclinB1及细胞周期的影响 | 第34-35页 |
| 2.9.1 升高CH1PGC-1α细胞株ROS后检测CyclinB1/D1蛋白变化 | 第34页 |
| 2.9.2 升高CH1PGC-1α细胞株ROS后流式检测细胞周期变化 | 第34-35页 |
| 3 结果 | 第35-45页 |
| 3.1 构建PGC-1α稳定高表达和瞬时干扰细胞系 | 第35-37页 |
| 3.1.1 蛋白水平检测稳定感染后PGC-1α蛋白表达变化 | 第35-37页 |
| 3.1.2 检测瞬时干扰PGC-1α蛋白 | 第37页 |
| 3.2 高表达和干扰PGC-1α后检测其对线粒体及细胞功能的影响 | 第37-39页 |
| 3.3 高表达和干扰PGC-1α后检测细胞周期及cylinD1/B1变化 | 第39-41页 |
| 3.4 寡霉素处理CH1PGC-1α细胞检测细胞周期和CyclinD1/B1蛋白变化 | 第41-43页 |
| 3.5 H_2O_2处理CH1PGC-1α细胞检测细胞周期和CyclinD1/B1蛋白变化 | 第43-45页 |
| 4 讨论 | 第45-47页 |
| 5 结论 | 第47-49页 |
| 第三章 Bcl-2与PGC-1α相互调节 | 第49-72页 |
| 1 材料 | 第49-51页 |
| 1.1 细胞株 | 第49页 |
| 1.2 主要试剂 | 第49-50页 |
| 1.3 仪器设备及耗材 | 第50-51页 |
| 2 方法 | 第51-56页 |
| 2.1 构建Bcl-2稳定表达细胞株 | 第51-52页 |
| 2.1.1 细胞培养 | 第51页 |
| 2.1.2 病毒包装和感染 | 第51-52页 |
| 2.1.3 感染后细胞的筛选与冻存 | 第52页 |
| 2.2 同步化处理细胞后检测PGC-1α蛋白变化 | 第52页 |
| 2.3 同步化后于U251cell中检测Bcl-2和PGC-1α表达量变化 | 第52-53页 |
| 2.4 干扰处理Bcl-2检测PGC-1α变化 | 第53-54页 |
| 2.4.1 干扰片段合成 | 第53页 |
| 2.4.2 转染后检测PGC-1α表达量 | 第53-54页 |
| 2.5 干扰处理PGC-1α检测Bcl-2变化 | 第54页 |
| 2.6 免疫共沉淀检测Bcl-2与PGC-1α是否结合 | 第54-55页 |
| 2.6.1 免疫共沉淀(Co-Immunoprecipitation) | 第54-55页 |
| 2.6.2 Western Blot上样检测Bcl-2与PGC-1α | 第55页 |
| 2.7 肽指纹图谱检测阳性未知蛋白 | 第55-56页 |
| 3 结果 | 第56-70页 |
| 3.1 血清饥饿处理后,Bcl-2细胞中PGC-1α蛋白表达上调 | 第56-58页 |
| 3.2 接触抑制处理后,Bcl-2细胞中PGC-1α蛋白表达上调 | 第58-60页 |
| 3.3 血清饥饿处理U251细胞,Bcl-2和PGC-1α蛋白表达量相关 | 第60-61页 |
| 3.4 瞬时干扰后检测Bcl-2和PGC-1α蛋白变化 | 第61-65页 |
| 3.4.1 瞬时干扰Bcl-2后,PGC-1α蛋白下调 | 第61-63页 |
| 3.4.2 瞬时干扰PGC-1α后,Bcl-2表达上调 | 第63-65页 |
| 3.5 免疫共沉淀检测Bcl-2于PGC-1α是否结合 | 第65-67页 |
| 3.5.1 NIH3T3Bcl-2细胞中,Bcl-2和PGC-1α的新剪切体结合 | 第65-66页 |
| 3.5.2 U251细胞中,Bcl-2和PGC-1α的新剪切体结合 | 第66-67页 |
| 3.6 质谱检测未知阳性蛋白为PKM2 | 第67-69页 |
| 3.7 免疫共沉淀未检测到Bcl-2与PKM2相互结合 | 第69-70页 |
| 4 讨论 | 第70-71页 |
| 5. 结论 | 第71-72页 |
| 附录 | 第72-74页 |
| 相关试剂配方 | 第72-74页 |
| 参考文献 | 第74-81页 |
| 硕士学位期间科研成果 | 第81-82页 |
| 致谢 | 第82-83页 |
