| 摘要 | 第1-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 缩略词 | 第9-10页 |
| 第一章 前言 | 第10-25页 |
| ·骨的发生 | 第10-12页 |
| ·膜性骨发生 | 第10页 |
| ·软骨性骨发生 | 第10-12页 |
| ·成骨细胞骨形成机制研究 | 第12-17页 |
| ·成骨细胞的起源 | 第12页 |
| ·成骨细胞发展阶段 | 第12-13页 |
| ·成骨细胞骨形成的调控机制 | 第13-17页 |
| ·成骨细胞分化相关转录因子及其调控机制 | 第17-21页 |
| ·转录因子 Runx2 | 第17-19页 |
| ·转录因子 Osx | 第19-20页 |
| ·转录因子 Msx1/2 | 第20页 |
| ·转录因子 DLX5/6 | 第20-21页 |
| ·成骨细胞表型分化 | 第21-22页 |
| ·I型胶原 | 第21页 |
| ·碱性磷酸酶 | 第21-22页 |
| ·骨桥蛋白 | 第22页 |
| ·骨钙蛋白 | 第22页 |
| ·间充质干细胞(mesenchymal stem cell，MSC) | 第22-24页 |
| ·MSC的生物学特性 | 第22-23页 |
| ·MSC的分离培养 | 第23-24页 |
| ·MSC的定向诱导分化 | 第24页 |
| ·本研究的目的和意义 | 第24-25页 |
| 第二章 实验材料与试剂 | 第25-31页 |
| ·主要实验材料 | 第25-26页 |
| ·主要实验仪器 | 第26-27页 |
| ·常用试剂及其配制 | 第27-31页 |
| 第三章 间充质干细胞(MSC)体外分离培养及成骨诱导 | 第31-44页 |
| ·实验方法 | 第31-37页 |
| ·MSC体外分离培养相关实验 | 第31-33页 |
| ·MSC分离纯化 | 第31页 |
| ·稀释铺板法获取 MSC单细胞克隆 | 第31-32页 |
| ·MSC传代 | 第32页 |
| ·MSC冻存 | 第32页 |
| ·MSC复苏 | 第32页 |
| ·MTT比色法测定不同浓度胎牛血清对 MSC生长的影响 | 第32-33页 |
| ·MTT比色法测定不同细胞接种密度对 MSC生长的影响 | 第33页 |
| ·测定 MSC的生长曲线 | 第33页 |
| ·BMP2诱导MSC成骨分化相关实验 | 第33-37页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化最佳浓度摸索 | 第33-34页 |
| ·BMP2诱导成骨分化过程中，ALP表达的动力学分析 | 第34页 |
| ·RNA抽提 | 第34页 |
| ·用 DNase I(RNase free)处理 RNA，去除基因组 DNA | 第34-35页 |
| ·逆转录 PCR | 第35页 |
| ·常规 PCR | 第35-36页 |
| ·钙钻法染色 | 第36页 |
| ·茜素红染色 | 第36-37页 |
| ·统计分析 | 第37页 |
| ·实验结果与分析 | 第37-42页 |
| ·MSC体外分离培养相关实验 | 第37-40页 |
| ·细胞形态观察 | 第37页 |
| ·MSC单细胞克隆的获取 | 第37-38页 |
| ·不同血清浓度对 MSC生长的影响 | 第38页 |
| ·不同细胞接种密度对 MSC生长的影响 | 第38-39页 |
| ·MSC生长曲线 | 第39-40页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化相关实验 | 第40-42页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化最佳浓度摸索 | 第40页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化过程中ALP表达的动力学变化 | 第40-41页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化的生物学指标 | 第41页 |
| ·BMP2诱导 MSC成骨分化的组织化学指标 | 第41-42页 |
| ·讨论 | 第42-44页 |
| ·MSC的分离、纯化 | 第42-43页 |
| ·MSC的扩增、培养 | 第43页 |
| ·MSC的成骨分化 | 第43-44页 |
| 第四章 转录因子Osx对成骨细胞分化作用的研究 | 第44-57页 |
| ·实验方法 | 第44-48页 |
| ·pCDNA3.1-Osx真核表达载体的构建 | 第44-47页 |
| ·巢式 PCR扩增Osx基因 | 第44-45页 |
| ·DNA(质粒载体与目的基因)双酶切 | 第45页 |
| ·DNA体外连接 | 第45-46页 |
| ·大肠杆菌感受态细胞的制备 | 第46页 |
| ·转化 | 第46页 |
| ·重组子的鉴定 | 第46-47页 |
| ·pCDNA3.1-Osx在细胞中过表达 | 第47-48页 |
| ·阳离子脂质体转染条件的优化 | 第47页 |
| ·质粒pCDNA3.1-Osx转染细胞 | 第47-48页 |
| ·钙钻法染色检测 ALP表达 | 第48页 |
| ·茜素红染色检测OC表达 | 第48页 |
| ·逆转录 PCR签定Osx的表达 | 第48页 |
| ·流式细胞仪测定细胞周期 | 第48页 |
| ·结果与分析 | 第48-55页 |
| ·pCDNA3.1-Osx真核表达载体的构建 | 第48-49页 |
| ·pCDNA3.1-Osx在细胞中表达 | 第49-55页 |
| ·阳离子脂质体转染条件的优化 | 第49-50页 |
| ·质粒pCDNA3.1-Osx转染细胞相关实验 | 第50-55页 |
| ·讨论 | 第55-57页 |
| 第五章 Osx促进collagen 1a表达及其分子机制研究 | 第57-71页 |
| ·实验方法 | 第57-64页 |
| ·逆转录 PCR检测 COLLa1的表达 | 第57页 |
| ·核抽提物的制备 | 第57-58页 |
| ·单链 DNA探针杂交形成双链 DNA探针 | 第58页 |
| ·检测整个 EMSA反应系统 | 第58-60页 |
| ·EMSA检测经 BMP2诱导后 MSC中Osx与 COLLa1启动子相互作用 | 第60-61页 |
| ·EMSA检测 Osx过表达后与 COLLa1启动子相互作用 | 第61-62页 |
| ·确定Osx在 COLLa1启动子上的核心结合部位 | 第62-64页 |
| ·实验结果与分析 | 第64-70页 |
| ·逆转录 PCR检测 COLLa1的表达 | 第64页 |
| ·生物信息的方法对小鼠COLLa1启动子区域的搜索 | 第64-67页 |
| ·检测整个 EMSA反应系统 | 第67页 |
| ·EMSA检测经 BMP2诱导后 MSC中Osx与 COLLa1启动子相互作用 | 第67-68页 |
| ·EMSA检测 Osx过表达后与 COLLa1启动子相互作用 | 第68-69页 |
| ·确定Osx在 COLLa1启动子上的核心结合部位 | 第69-70页 |
| ·讨论 | 第70-71页 |
| 第六章 结论与展望 | 第71-72页 |
| ·结论 | 第71页 |
| ·展望 | 第71-72页 |
| 参考文献 | 第72-79页 |
| 附录 | 第79-83页 |
| 致谢 | 第83页 |
