| 摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6页 |
| 缩略词表 | 第7-12页 |
| 第1章 绪论 | 第12-23页 |
| 1.1 研究背景 | 第12-13页 |
| 1.2 查尔酮类化合物 | 第13-14页 |
| 1.2.1 查尔酮衍生物概述 | 第13页 |
| 1.2.2 查尔酮衍生物与肿瘤 | 第13-14页 |
| 1.3 多柔比星概述 | 第14-16页 |
| 1.4 乳腺癌概述 | 第16-18页 |
| 1.5 肿瘤多药耐药概述 | 第18-20页 |
| 1.6 项目研究 | 第20-23页 |
| 1.6.1 研究目标 | 第20页 |
| 1.6.2 研究内容 | 第20-22页 |
| 1.6.3 创新点 | 第22页 |
| 1.6.4 研究意义 | 第22-23页 |
| 第2章 实验材料与方法 | 第23-34页 |
| 2.1 实验材料与仪器 | 第23-25页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第23页 |
| 2.1.2 体内实验动物 | 第23页 |
| 2.1.3 试剂与材料 | 第23-25页 |
| 2.1.4 仪器与耗材 | 第25页 |
| 2.2 常用试剂配置 | 第25-28页 |
| 2.3 常用实验方法 | 第28-34页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第28-29页 |
| 2.3.2 RNA提取 | 第29-30页 |
| 2.3.3 琼脂糖凝胶电泳 | 第30页 |
| 2.3.4 实时荧光定量PCR(qRT-PCR) | 第30-31页 |
| 2.3.5 细胞内总蛋白提取 | 第31页 |
| 2.3.6 蛋白定量 | 第31-32页 |
| 2.3.7 Western Blot实验 | 第32-33页 |
| 2.3.8 MTT实验 | 第33-34页 |
| 第3章 新型查尔酮衍生物与多柔比星联用的活性组合筛选 | 第34-42页 |
| 3.1 引言 | 第34-35页 |
| 3.2 材料与方法 | 第35-36页 |
| 3.2.1 材料 | 第35页 |
| 3.2.2 方法 | 第35页 |
| 3.2.3 统计分析 | 第35-36页 |
| 3.3 实验结果 | 第36-40页 |
| 3.3.1 MTT实验检测MCF-7/DOX细胞的耐药程度 | 第36页 |
| 3.3.2 查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞的细胞活性的影响 | 第36-40页 |
| 3.4 讨论 | 第40-42页 |
| 第4章 查尔酮衍生物C49与DOX联用对乳腺癌耐药细胞增殖的影响 | 第42-47页 |
| 4.1 引言 | 第42页 |
| 4.2 材料与方法 | 第42-43页 |
| 4.2.1 材料 | 第42-43页 |
| 4.2.2 方法 | 第43页 |
| 4.2.3 统计分析 | 第43页 |
| 4.3 实验结果 | 第43-46页 |
| 4.3.1 查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞增殖的影响 | 第43-44页 |
| 4.3.2 查尔酮衍生物C49与DOX联用的联合指数 | 第44-45页 |
| 4.3.3 查尔酮衍生物C49与顺铂(Cisplatin,DDP)联用对MDA-MB-231/DDP细胞的影响 | 第45页 |
| 4.3.4 查尔酮衍生物C49对正常细胞增殖的作用 | 第45-46页 |
| 4.4 讨论 | 第46-47页 |
| 第5章 查尔酮衍生物C49与DOX联用诱导乳腺癌耐药细胞凋亡的药效学研究 | 第47-53页 |
| 5.1 引言 | 第47-48页 |
| 5.2 材料和方法 | 第48-49页 |
| 5.2.1 材料 | 第48页 |
| 5.2.2 平板细胞克隆形成法检测查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞增殖的影响 | 第48页 |
| 5.2.3 Hoechst 33258染色实验检测查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞凋亡的作用 | 第48-49页 |
| 5.2.4 Annexin 7-AAD/APC流式细胞术分析查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞凋亡的作用 | 第49页 |
| 5.2.5 统计分析 | 第49页 |
| 5.3 结果 | 第49-51页 |
| 5.3.1 查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞增殖的影响 | 第49-50页 |
| 5.3.2 查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞形态变化的影响 | 第50页 |
| 5.3.3 查尔酮衍生物C49与DOX联用对MCF-7/DOX细胞凋亡的影响 | 第50-51页 |
| 5.4 讨论 | 第51-53页 |
| 第6章 查尔酮衍生物C49与DOX联用对耐药细胞内DOX药物蓄积的影响 | 第53-57页 |
| 6.1 引言 | 第53页 |
| 6.2 材料与方法 | 第53-54页 |
| 6.2.1 材料 | 第53-54页 |
| 6.2.2 流式细胞术检测细胞内DOX药物浓度含量 | 第54页 |
| 6.2.3 荧光显微镜拍照检测细胞内DOX药物浓度含量 | 第54页 |
| 6.3 结果 | 第54-55页 |
| 6.4 讨论 | 第55-57页 |
| 第7章 查尔酮衍生物C49与DOX联用诱导乳腺癌耐药细胞凋亡的分子机制研究 | 第57-64页 |
| 7.1 引言 | 第57-58页 |
| 7.2 材料与方法 | 第58页 |
| 7.2.1 MCF-7细胞和MCF-7/DOX细胞中基因表达差异的检测 | 第58页 |
| 7.2.2 qRT-PCR实验检测MCF-7/DOX细胞中P-糖蛋白(P-gp)的信使RNA (mRNA)表达水平变化 | 第58页 |
| 7.2.3 Western blot实验检测MCF-7/DOX细胞中P-糖蛋白(P-gp)及其他相关蛋白的表达水平 | 第58页 |
| 7.2.4 统计分析 | 第58页 |
| 7.3 结果 | 第58-62页 |
| 7.3.1 MCF-7细胞系与MCF-7/DOX细胞系的基因表达差异 | 第58-60页 |
| 7.3.2 MCF-7/DOX细胞中P-糖蛋白(P-gp)的信使RNA (mRNA)表达水平变化 | 第60-61页 |
| 7.3.3 MCF-7/DOX细胞中P-糖蛋白(P-gp)及其他相关蛋白表达水平变化 | 第61-62页 |
| 7.4 讨论 | 第62-64页 |
| 第8章 体内检测C49联合DOX对小鼠皮下成瘤模型的调控作用 | 第64-69页 |
| 8.1 引言 | 第64页 |
| 8.2 材料与方法 | 第64-66页 |
| 8.2.1 培养细胞 | 第64页 |
| 8.2.2 实验动物 | 第64页 |
| 8.2.3 建立裸鼠右腋皮下耐药肿瘤模型 | 第64-65页 |
| 8.2.4 H&E染色实验 | 第65页 |
| 8.2.5 免疫组化实验 | 第65-66页 |
| 8.2.6 统计分析 | 第66页 |
| 8.3 结果 | 第66-68页 |
| 8.3.1 C49与DOX联用的体内抗肿瘤作用 | 第66页 |
| 8.3.2 H&E染色实验检测C49与DOX联用对小鼠肿瘤的影响 | 第66-67页 |
| 8.3.3 免疫组化实验检测C49与DOX联用对肿瘤组织中相关蛋白表达水平的影响 | 第67-68页 |
| 8.4 讨论 | 第68-69页 |
| 第9章 结论 | 第69-71页 |
| 参考文献 | 第71-80页 |
| 致谢 | 第80-81页 |
| 硕士期间文章和专利发表情况 | 第81-82页 |
| 论文情况 | 第81-82页 |
| 专利 | 第82页 |
