中文摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-7页 |
缩略语 | 第11-14页 |
前言 | 第14-17页 |
研究现状、成果 | 第14-15页 |
研究目的、方法 | 第15-17页 |
对象和方法 | 第17-36页 |
1.1 实验试剂 | 第17-20页 |
1.1.1 常用的化学试剂(均为市售分析纯试剂) | 第17页 |
1.1.2 细胞分离以及细胞培养相关试剂 | 第17-18页 |
1.1.3 动物组织蛋白质提取和蛋白质印迹(Western Blotting)相关试剂 | 第18-19页 |
1.1.4 抗体 | 第19页 |
1.1.5 小分子干扰RNA技术 | 第19页 |
1.1.6 液相色谱-串联质谱(LC-MS/MS)相关试剂 | 第19-20页 |
1.1.7 其他试剂 | 第20页 |
1.2 实验使用主要试剂配制 | 第20-25页 |
1.2.1 分离人脐静脉内皮细胞(HUVECs)所需试剂的配制 | 第20-21页 |
1.2.2 培养细胞需要试剂的配制 | 第21-22页 |
1.2.3 Western Blotting相关试剂的配制 | 第22-23页 |
1.2.4 小鼠基因鉴定相关试剂配制 | 第23页 |
1.2.5 动脉环实验相关试剂的配置 | 第23-25页 |
1.3 实验设备 | 第25-26页 |
1.4 实验动物 | 第26-30页 |
1.4.1 内皮细胞特异性敲低Raptor蛋白小鼠基因鉴定 | 第26-28页 |
1.4.2 尾压法(Tail-cuff法)测量小鼠动脉血压 | 第28页 |
1.4.3 内皮细胞特异性敲低Raptor蛋白小鼠动脉环实验 | 第28页 |
1.4.4 小鼠组织样品的获取 | 第28-29页 |
1.4.5 心脏组织HE染色 | 第29页 |
1.4.6 小鼠血浆样品代谢组学分析样本的制备 | 第29-30页 |
1.4.7 小鼠心功能检测 | 第30页 |
1.4.8 代谢组学血浆样本LC-MS/MS的分析 | 第30页 |
1.5 实验方法 | 第30-35页 |
1.5.1 分离和培养原代HUVECs | 第30-31页 |
1.5.2 分离和培养小鼠肺原代内皮细胞的 | 第31-32页 |
1.5.3 细胞蛋白质的提取与定量 | 第32页 |
1.5.4 蛋白免疫印迹(Western Blotting) | 第32-33页 |
1.5.5 RNA干扰技术的方法 | 第33-34页 |
1.5.6 超高压液相色谱-串联质谱法(UPLC-MS/MS)检测AA代谢产物 | 第34-35页 |
1.6 实验数据统计学分析 | 第35-36页 |
结果 | 第36-45页 |
2.1 内皮特异性敲低mTORC1功能亚基Raptor导致内皮细胞功能障碍并上调动脉血压 | 第36-41页 |
2.1.1 内皮细胞特异性敲低Raptor突变小鼠模型构建 | 第36页 |
2.1.2 内皮细胞特异性敲低Raptor突变小鼠模型鉴定 | 第36-37页 |
2.1.3 内皮细胞特异性敲低Raptor导致小鼠动脉血压升高 | 第37-38页 |
2.1.4 内皮细胞特异性敲低Raptor蛋白导致心脏功能障碍 | 第38-39页 |
2.1.5 内皮细胞特异性敲低Raptor蛋白导致内皮细胞依赖的舒张障碍 | 第39-40页 |
2.1.6 内皮细胞特异性敲低Raptor蛋白通过调节COX代谢通路影响血管内皮依赖的舒张作用 | 第40-41页 |
2.2 内皮特异性敲低mTORC1功能亚基Raptor诱导内皮细胞AA代谢产物改变 | 第41-45页 |
2.2.1 EC-RaptorKD模型小鼠COX通路代谢产物发生改变 | 第41-42页 |
2.2.2 mTORC1对HUVECsAA代谢的影响 | 第42-45页 |
讨论 | 第45-48页 |
3.1 mTORC1参与动脉血压升高的发病过程 | 第45-46页 |
3.2 mTORC1介导COX-2代谢途径影响动脉血压 | 第46页 |
3.3 mTORC1调节PGE2的合成 | 第46-47页 |
3.4 展望 | 第47-48页 |
结论 | 第48-49页 |
一:ECmTORC1功能障碍导致EC依赖的舒张障碍诱导小鼠动脉血压升高 | 第48页 |
二:ECmTORC1功能障碍降低COX-2代谢通路PGE2的含量 | 第48-49页 |
参考文献 | 第49-57页 |
发表论文和参加科研情况说明 | 第57-58页 |
综述 mTOR信号通路及其在心血管疾病中的研究 | 第58-82页 |
综述参考文献 | 第67-82页 |
致谢 | 第82-84页 |
个人简历 | 第84页 |