| 摘要 | 第5-8页 |
| Abstract | 第8-11页 |
| 第1章 牛肠道病毒的研究进展 | 第16-24页 |
| 1.1 BEV的概述 | 第16-18页 |
| 1.1.1 形态、结构及功能 | 第16-18页 |
| 1.2 BEV的分类及鉴定方法 | 第18-19页 |
| 1.3 BEV的感染现状 | 第19-20页 |
| 1.3.1 国外的感染现状 | 第19页 |
| 1.3.2 国内的感染现状 | 第19-20页 |
| 1.4 BEV的检测技术的发展 | 第20-21页 |
| 1.5 BEV致病机制的研究现状 | 第21-22页 |
| 1.6 小结 | 第22-24页 |
| 第2章 牦牛肠道病毒的流行病学调查和分离鉴定 | 第24-39页 |
| 2.1 材料 | 第24-27页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第24-25页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第25页 |
| 2.1.3 细胞系和菌（病毒）株 | 第25页 |
| 2.1.4 临床样本 | 第25页 |
| 2.1.5 主要试剂的配制 | 第25-27页 |
| 2.2 牦牛EV的RT-PCR方法的建立 | 第27-29页 |
| 2.2.1 引物的设计与合成 | 第27页 |
| 2.2.2 RNA的提取与cDNA的合成 | 第27页 |
| 2.2.3 牦牛EV阳性质粒的制备 | 第27-28页 |
| 2.2.4 引物浓度及退火温度的优化 | 第28页 |
| 2.2.5 灵敏度的测定 | 第28页 |
| 2.2.6 特异性检测 | 第28-29页 |
| 2.2.7 稳定性检测 | 第29页 |
| 2.3 流行病学调查 | 第29页 |
| 2.4 牦牛EV的分离与鉴定 | 第29-32页 |
| 2.4.1 粪便样本的处理 | 第29-30页 |
| 2.4.2 病毒的分离培养 | 第30页 |
| 2.4.3 病毒的蚀斑纯化 | 第30-31页 |
| 2.4.4 病毒透射电镜鉴定 | 第31页 |
| 2.4.5 病毒TCID_(50)的测定 | 第31-32页 |
| 2.5 结果 | 第32-36页 |
| 2.5.1 RT-PCR检测方法的最优反应条件 | 第32-33页 |
| 2.5.2 青藏高原地区牦牛EV的流行病学调查结果 | 第33-34页 |
| 2.5.3 病毒的分离 | 第34-35页 |
| 2.5.4 病毒的蚀斑纯化 | 第35页 |
| 2.5.5 病毒透射电镜鉴定 | 第35-36页 |
| 2.5.6 病毒TCID_(50)的测定 | 第36页 |
| 2.6 讨论 | 第36-38页 |
| 2.7 小结 | 第38-39页 |
| 第3章 牦牛肠道病毒分离株SWUN-AB001的全基因组测序与分析 | 第39-58页 |
| 3.1 材料 | 第39-41页 |
| 3.1.1 主要试剂 | 第39-40页 |
| 3.1.2 主要仪器 | 第40页 |
| 3.1.3 病毒样本 | 第40页 |
| 3.1.4 主要试剂的配制 | 第40-41页 |
| 3.2 试验方法 | 第41-47页 |
| 3.2.1 引物的设计与合成 | 第41-42页 |
| 3.2.2 病毒RNA的提取 | 第42-43页 |
| 3.2.3 cDNA的合成 | 第43页 |
| 3.2.4 全基因组各片段的PCR扩增 | 第43-44页 |
| 3.2.5 PCR产物的回收与纯化 | 第44-45页 |
| 3.2.6 回收产物的连接、转化 | 第45页 |
| 3.2.7 重组质粒的PCR鉴定及测序 | 第45-46页 |
| 3.2.8 5'末端和 3'末端基因序列的扩增和测序 | 第46页 |
| 3.2.9 全基因序列的拼接及分析 | 第46-47页 |
| 3.3 结果 | 第47-54页 |
| 3.3.1 分离株SWUN-AB001全基因序列的基因组结构特征 | 第47-48页 |
| 3.3.2 分离株SWUN-AB001全基因序列的遗传进化分析 | 第48-52页 |
| 3.3.3 分离株SWUN-AB001全基因序列与其他病毒株的同源性分析 | 第52-54页 |
| 3.4 讨论 | 第54-56页 |
| 3.5 小结 | 第56-58页 |
| 第4章 牦牛EV-F7分离株SWUN-AB001感染MDBK细胞的转录组学研究 | 第58-86页 |
| 4.1 材料 | 第59-61页 |
| 4.1.1 主要试剂 | 第59页 |
| 4.1.2 主要仪器 | 第59-60页 |
| 4.1.3 细胞系和病毒 | 第60页 |
| 4.1.4 试剂的配制 | 第60-61页 |
| 4.2 细胞的培养及病毒的感染 | 第61页 |
| 4.3 间接免疫荧光方法的建立和应用 | 第61-63页 |
| 4.3.1 高免血清的制备 | 第61-62页 |
| 4.3.2 间接免疫荧光方法的建立 | 第62-63页 |
| 4.3.3 病毒感染细胞早期和持续期的筛选 | 第63页 |
| 4.4 实时荧光定量PCR（qRT-PCR）方法的建立 | 第63-65页 |
| 4.4.1 引物的设计与合成 | 第63页 |
| 4.4.2 TCID50与病毒荷载量的比较 | 第63-64页 |
| 4.4.3 不同感染时间点的病毒荷载量的比较 | 第64-65页 |
| 4.5 牦牛EV-F7分离株SWUN-AB001感染MDBK细胞早期和持续期的转录组文库的构建及分析 | 第65-70页 |
| 4.5.1 病毒感染MDBK细胞早期和持续期的细胞总RNA的提取 | 第65-66页 |
| 4.5.2 转录组文库的构建及BGISEQ-500 测序 | 第66页 |
| 4.5.3 数据的处理 | 第66-67页 |
| 4.5.4 基因表达差异分析 | 第67页 |
| 4.5.5 Go富集分析 | 第67页 |
| 4.5.6 Pathway富集分析 | 第67-68页 |
| 4.5.7 qRT-PCR方法验证转录组数据 | 第68-69页 |
| 4.5.8 Western blot检测MAPK信号通路相关蛋白的表达来分析转录组数据 | 第69-70页 |
| 4.6 结果 | 第70-81页 |
| 4.6.1 间接免疫荧光方法筛选SWUN-AB001病毒感染MDBK细胞早期和持续期结果 | 第70-71页 |
| 4.6.2 qRT-PCR方法检测病毒荷载量的结果 | 第71-72页 |
| 4.6.3 牦牛EV-F7分离株SWUN-AB001感染MDBK细胞的转录组学分析 | 第72-74页 |
| 4.6.4 差异表达基因 | 第74-76页 |
| 4.6.5 差异表达基因的功能分析和生物富集 | 第76-79页 |
| 4.6.6 qRT-PCR方法验证转录组数据的结果 | 第79-80页 |
| 4.6.7 JNK/SAPK和p38 MAPK信号通路的激活 | 第80-81页 |
| 4.7 讨论 | 第81-85页 |
| 4.8 小结 | 第85-86页 |
| 结论与创新点 | 第86-87页 |
| 参考文献 | 第87-97页 |
| 附录一 硕士期间已发表的文章 | 第97-98页 |
| 致谢 | 第98页 |
