| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 常用中英文缩写词 | 第10-12页 |
| 文献综述 | 第12-21页 |
| 1 巨噬细胞的研究概况 | 第12-18页 |
| 1.1 巨噬细胞的来源 | 第12-13页 |
| 1.2 巨噬细胞的极化 | 第13-14页 |
| 1.3 LPS对巨噬细胞的诱导机制 | 第14-15页 |
| 1.4 巨噬细胞的特征性细胞因子 | 第15-16页 |
| 1.5 巨噬细胞的功能 | 第16-18页 |
| 1.6 巨噬细胞的分布 | 第18页 |
| 2 主要组织相容性复合体及恒定链 | 第18-20页 |
| 3 研究目的与意义 | 第20-21页 |
| 引言 | 第21-22页 |
| 1 材料与方法 | 第22-37页 |
| 1.1 实验材料 | 第22-24页 |
| 1.1.1 实验动物 | 第22页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第22-24页 |
| 1.1.3 主要实验仪器 | 第24页 |
| 1.2 实验方法 | 第24-37页 |
| 1.2.1 巨噬细胞刺激因子的选择 | 第24-25页 |
| 1.2.2 含巨噬细胞刺激因子培养基的制备 | 第25页 |
| 1.2.3 血液来源巨噬细胞的分离和培养 | 第25-27页 |
| 1.2.4 骨髓来源巨噬细胞的分离和培养 | 第27-28页 |
| 1.2.5 巨噬细胞形态学观察和巨噬细胞吞噬功能检测 | 第28-29页 |
| 1.2.6 巨噬细胞表面标志CD11b基因的扩增 | 第29-32页 |
| 1.2.7 巨噬细胞极化分组 | 第32页 |
| 1.2.8 LPS诱导下巨噬细胞的极化 | 第32-33页 |
| 1.2.9 小鼠红细胞诱导下巨噬细胞的极化 | 第33页 |
| 1.2.10 荧光定量PCR检测巨噬细胞表面MHC复合体分子的表达 | 第33-36页 |
| 1.2.11 荧光定量PCR检测巨噬细胞相关细胞因子的表达 | 第36-37页 |
| 2 结果与分析 | 第37-47页 |
| 2.1 巨噬细胞培养条件的优化 | 第37-39页 |
| 2.1.1 细胞浓度的选择 | 第37页 |
| 2.1.2 细胞因子浓度的选择 | 第37-38页 |
| 2.1.3 培养时间的选择 | 第38-39页 |
| 2.2 血液与骨髓源巨噬细胞在体外诱导培养后呈梭形且胞核增大且具有较强吞噬功能 | 第39-41页 |
| 2.3 体外培养的血液和骨髓源巨噬细胞均转录表面特征性分子CD11b基因 | 第41-43页 |
| 2.4 巨噬细胞的荧光定量PCR模板的获得 | 第43页 |
| 2.5 荧光定量PCR实验数据统计分析 | 第43-45页 |
| 2.6 活化后的体外巨噬细胞明显降低了转录B和Ii的水平 | 第45页 |
| 2.7 不同刺激剂诱导成熟的巨噬细胞分型呈现不同征性 | 第45-47页 |
| 3 讨论 | 第47-51页 |
| 3.1 本实验所建立的方法可以培养分化出功能性鸡巨噬细胞并检测生物学功能 | 第47页 |
| 3.2 功能巨噬细胞的B基因的转录水平下降而其他细胞因子基因的转录水平上升 | 第47-48页 |
| 3.3 LPS和m RC激活的巨噬细胞所分泌细胞因子的多样性揭示了它们在极化过程中的可塑性和复杂性 | 第48-51页 |
| 结论 | 第51-52页 |
| 参考文献 | 第52-57页 |
| 致谢 | 第57-58页 |
| 作者简介 | 第58页 |
