| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词表 | 第12-13页 |
| 1 绪论 | 第13-30页 |
| 1.1 引言 | 第13-14页 |
| 1.2 花色苷概述 | 第14-16页 |
| 1.2.1 花色苷的结构与理化性质 | 第14-15页 |
| 1.2.2 花色苷生理的功能 | 第15-16页 |
| 1.3 花色苷的生物合成途径及调控机制研究 | 第16-20页 |
| 1.3.1 花色苷生物合成途径 | 第16-17页 |
| 1.3.2 花色苷生物合成的分子调控机理 | 第17-20页 |
| 1.4 光对花色苷生物合成的影响 | 第20-22页 |
| 1.5 COP1调控植物花色苷合成的研究进展 | 第22-25页 |
| 1.5.1 COP1 与光受体的研究 | 第22-23页 |
| 1.5.2 COP1与MYB转录因子的研究 | 第23页 |
| 1.5.3 COP1与HY5 转录因子的研究 | 第23-24页 |
| 1.5.4 COP1与CIPs的研究 | 第24-25页 |
| 1.5.5 COP1与AN3 转录因子的研究 | 第25页 |
| 1.6 茄子花色苷生物合成及其调控机制研究进展 | 第25-28页 |
| 1.7 课题的提出及研究意义 | 第28-29页 |
| 1.8 本课题的技术路线及创新点 | 第29-30页 |
| 2 茄子花色苷生物合成调控基因的筛选 | 第30-41页 |
| 2.1 材料、试剂与仪器 | 第30-32页 |
| 2.2 实验方法 | 第32-34页 |
| 2.2.1 实验材料的获得 | 第32页 |
| 2.2.2 植物总RNA的提取 | 第32-33页 |
| 2.2.3 cDNA的合成 | 第33页 |
| 2.2.4 实时荧光定量PCR引物设计 | 第33页 |
| 2.2.5 实时荧光定量PCR分析 | 第33-34页 |
| 2.2.6 植物总花色苷的提取及含量测定 | 第34页 |
| 2.3 结果与分析 | 第34-39页 |
| 2.3.1 茄子花色苷生物合成调控基因的初步筛选 | 第34页 |
| 2.3.2 茄子不同光照条件下花色苷生物合成基因表达模式分析 | 第34-36页 |
| 2.3.3 茄子不同光照条件下花色苷生物合成调控基因表达模式分析 | 第36-37页 |
| 2.3.4 茄子不同组织中花色苷生物合成基因表达模式分析 | 第37-38页 |
| 2.3.5 茄子不同组织中花色苷生物合成调控基因表达模式分析 | 第38-39页 |
| 2.4 讨论 | 第39-41页 |
| 3 SmCOP1L和 SmCIP7 的生物信息学分析 | 第41-50页 |
| 3.1 实验方法 | 第41页 |
| 3.2 结果与分析 | 第41-49页 |
| 3.2.1 SmCOP1L的生物信息学分析 | 第41-45页 |
| 3.2.2 SmCIP7 的生物信息学分析 | 第45-49页 |
| 3.3 讨论 | 第49-50页 |
| 4 SmCOP1L和 SmCIP7 基因沉默载体的构建及遗传转化 | 第50-71页 |
| 4.1 材料、试剂与仪器 | 第50-53页 |
| 4.2 实验方法 | 第53-63页 |
| 4.2.1 重组质粒SmCOP1L-pMD19-T和 SmCIP7-pMD19-T的获得 | 第53-56页 |
| 4.2.2 重组质粒pHBLD-SmCOP1L(1)和p HBLD-Sm CIP7(1)的获得 | 第56-58页 |
| 4.2.3 重组质粒pHBLD-SmCOP1L(2)和p HBLD-Sm CIP7(2)的获得 | 第58-59页 |
| 4.2.4 重组质粒pBIN19-SmCOP1L和 p BIN19-SmCIP7 的获得 | 第59-61页 |
| 4.2.5 农杆菌的结合转移 | 第61-62页 |
| 4.2.6 茄子的遗传转化 | 第62-63页 |
| 4.3 结果与分析 | 第63-70页 |
| 4.3.1 SmCOP1L和 SmCIP7 基因核心特异性片段的克隆 | 第63页 |
| 4.3.2 SmCOP1L-RNAi和 SmCIP7-RNAi载体的构建 | 第63-69页 |
| 4.3.3 转基因植株的再生 | 第69-70页 |
| 4.4 讨论 | 第70-71页 |
| 5 SmCOP1L调节花色苷生物合成的机理研究 | 第71-85页 |
| 5.1 材料、试剂与仪器 | 第71页 |
| 5.2 实验方法 | 第71-72页 |
| 5.2.1 实时荧光定量PCR引物设计 | 第71页 |
| 5.2.2 类黄酮物质的提取 | 第71-72页 |
| 5.2.3 花色苷与绿原酸含量的测定 | 第72页 |
| 5.3 结果与分析 | 第72-84页 |
| 5.3.1 SmCOP1L-RNAi转基因株系的鉴定 | 第72-74页 |
| 5.3.2 SmCOP1L-RNAi株系中表型及花色苷结构基因表达分析 | 第74-75页 |
| 5.3.3 SmCOP1L-RNAi株系T1 代的鉴定及表型特征分析 | 第75-77页 |
| 5.3.4 SmCOP1L-RNAi株系T1 代的苯丙烷途径及相关调控基因表达分析 | 第77-83页 |
| 5.3.5 过表达SmMYB1 促进了SmCOP1和SmCOP1L的表达 | 第83-84页 |
| 5.4 讨论 | 第84-85页 |
| 6 SmCIP7 调节花色苷生物合成的机理研究 | 第85-91页 |
| 6.1 材料、试剂与仪器 | 第85页 |
| 6.2 实验方法 | 第85-86页 |
| 6.2.1 实时荧光定量PCR引物设计 | 第85页 |
| 6.2.2 叶绿素的提取与测定 | 第85-86页 |
| 6.3 结果与分析 | 第86-90页 |
| 6.3.1 SmCIP7-RNAi株系的筛选及沉默效率的鉴定 | 第86-87页 |
| 6.3.2 SmCIP7-RNAi株系表型特征分析 | 第87-88页 |
| 6.3.3 SmCIP7-RNAi株系类黄酮生物合成基因的表达分析 | 第88-90页 |
| 6.4 讨论 | 第90-91页 |
| 7 SmCIP7 调节茄子果实发育与着色的转录组分析 | 第91-110页 |
| 7.1 材料、试剂与仪器 | 第91页 |
| 7.2 实验方法 | 第91-92页 |
| 7.2.1 实验材料的获得 | 第91页 |
| 7.2.2 QRT-PCR的转录组数据验证 | 第91-92页 |
| 7.3 结果与分析 | 第92-105页 |
| 7.3.1 转录组测序数据分析 | 第92-94页 |
| 7.3.2 差异表达基因的筛选 | 第94-95页 |
| 7.3.3 差异表达基因的GO功能富集分析 | 第95-97页 |
| 7.3.4 差异表达基因的KEGG Pathway显著性富集分析 | 第97-99页 |
| 7.3.5 qRT-PCR验证RNA-seq的准确性 | 第99-103页 |
| 7.3.6 可能引起SmCIP7 基因沉默株系表型的DEGs分析 | 第103-105页 |
| 7.4 讨论 | 第105-110页 |
| 7.4.1 可能的涉及花色苷生物合成的DEGs | 第106-107页 |
| 7.4.2 可能的涉及的叶绿素合成的DEGs | 第107页 |
| 7.4.3 可能的涉及细胞壁合成的DEGs | 第107-108页 |
| 7.4.4 可能的涉及的种子发育的DEGs | 第108页 |
| 7.4.5 可能的涉及果实发育的DEGs | 第108-110页 |
| 8 结论与展望 | 第110-112页 |
| 8.1 主要结论 | 第111页 |
| 8.2 展望 | 第111-112页 |
| 参考文献 | 第112-124页 |
| 附录 | 第124-126页 |
| 个人简历、在学期间发表的学术论文及研究成果 | 第126-128页 |
| A.个人简历 | 第126页 |
| B.作者在攻读硕士学位期间发表的论文 | 第126页 |
| C.作者在攻读硕士学位期间申请的专利 | 第126页 |
| D.作者在攻读硕士学位期间参加的科研项目 | 第126-127页 |
| E.作者在攻读硕士学位期间获得的奖励 | 第127-128页 |
| 致谢 | 第128-129页 |
