| 摘要 | 第13-19页 |
| ABSTRACT | 第19-26页 |
| 前言 | 第28-32页 |
| 1.课题来源 | 第28页 |
| 2.论文研究背景及立题 | 第28-30页 |
| 3.相关国内外研究概述 | 第30-32页 |
| 第一部分 当归多糖体外抑制hepcidin表达的研究 | 第32-70页 |
| 1.引言 | 第32-34页 |
| 2.当归多糖的分离、纯化与鉴定 | 第34-39页 |
| 2.1 实验材料 | 第34-35页 |
| 2.1.1 实验试剂 | 第34页 |
| 2.1.2 实验仪器 | 第34-35页 |
| 2.2 实验方法 | 第35-36页 |
| 2.2.1 当归多糖的分离、纯化 | 第35页 |
| 2.2.2 当归多糖糖含量测定 | 第35页 |
| 2.2.3 紫外光谱扫描 | 第35-36页 |
| 2.2.4 分子量测定 | 第36页 |
| 2.2.5 红外波谱分析 | 第36页 |
| 2.3 实验结果 | 第36-39页 |
| 2.3.1 当归多糖的制备结果 | 第36-37页 |
| 2.3.2 当归多糖的紫外扫描结果 | 第37页 |
| 2.3.3 当归多糖的分子量测定结果 | 第37-38页 |
| 2.3.4 当归多糖的傅里叶红外光谱分析结果 | 第38-39页 |
| 3.当归多糖对IL-6诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第39-53页 |
| 3.1 实验材料 | 第39-42页 |
| 3.1.1 细胞 | 第39页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第39-41页 |
| 3.1.3 引物设计 | 第41页 |
| 3.1.4 实验仪器 | 第41-42页 |
| 3.2 实验方法 | 第42-49页 |
| 3.2.1 HepG2细胞培养及传代 | 第42页 |
| 3.2.2 细胞处理 | 第42-44页 |
| 3.2.3 实时荧光定量PCR检测hepcidinmRNA水平 | 第44-45页 |
| 3.2.4 Westernblot检测p-STAT3、STAT3蛋白表达水平 | 第45-48页 |
| 3.2.5 免疫荧光检测p-STAT3入核情况 | 第48-49页 |
| 3.2.6 数据处理 | 第49页 |
| 3.3 实验结果 | 第49-53页 |
| 3.3.1 当归多糖对IL-6诱导HepG2细胞STAT3磷酸化及入核的影响 | 第49-51页 |
| 3.3.2 当归多糖对IL-6诱导HepG2细胞hepcidinmRNA的影响 | 第51页 |
| 3.3.3 当归多糖在加入JAK2抑制剂AZD1480情况下对IL-6诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第51-53页 |
| 4.当归多糖对BMP6诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第53-59页 |
| 4.1 实验材料 | 第53-55页 |
| 4.1.1 细胞 | 第53页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第53-54页 |
| 4.1.3 引物设计 | 第54页 |
| 4.1.4 实验仪器 | 第54-55页 |
| 4.2 实验方法 | 第55-57页 |
| 4.2.1 HepG2细胞培养及传代 | 第55页 |
| 4.2.2 细胞处理 | 第55-56页 |
| 4.2.3 实时荧光定量PCR检测hepcidinmRNA表达 | 第56页 |
| 4.2.4 Westernblot检测相关蛋白表达 | 第56页 |
| 4.2.5 数据处理 | 第56-57页 |
| 4.3 实验结果 | 第57-59页 |
| 5.当归多糖对LPS诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第59-66页 |
| 5.1 实验材料 | 第59-61页 |
| 5.1.1 细胞 | 第59页 |
| 5.1.2 实验试剂 | 第59-60页 |
| 5.1.3 引物设计 | 第60页 |
| 5.1.4 实验仪器 | 第60-61页 |
| 5.2 实验方法 | 第61-64页 |
| 5.2.1 HepG2细胞培养及传代 | 第61页 |
| 5.2.2 细胞处理 | 第61-62页 |
| 5.2.3 实时荧光定量PCR检测hepcidinmRNA表达 | 第62页 |
| 5.2.4 Westernblot检测相关蛋白表达 | 第62-63页 |
| 5.2.5 酶联免疫吸附法(ELISA)检测细胞上清液IL-6水平 | 第63页 |
| 5.2.6 数据处理 | 第63-64页 |
| 5.3 实验结果 | 第64-66页 |
| 5.3.1 当归多糖对LPS诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第64页 |
| 5.3.2 当归多糖对LPS诱导HepG2细胞炎性反应的影响 | 第64-66页 |
| 6.讨论与结论 | 第66-70页 |
| 6.1 当归多糖的分离、纯化与鉴定 | 第66-67页 |
| 6.2 当归多糖对IL-6诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第67页 |
| 6.3 当归多糖对BMP6诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第67-68页 |
| 6.4 当归多糖对LPS诱导HepG2细胞hepcidin表达的影响 | 第68-69页 |
| 6.5 研究小结 | 第69-70页 |
| 第二部分 当归多糖改善炎症性贫血的体内研究 | 第70-98页 |
| 1.引言 | 第70-71页 |
| 2.弗氏完全佐剂诱导大鼠慢性病贫血(ACD)模型的建立 | 第71-76页 |
| 2.1 实验材料 | 第71-72页 |
| 2.1.1 实验动物及饲料 | 第71页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第71页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第71-72页 |
| 2.2 实验方法 | 第72-74页 |
| 2.2.1 实验动物饲养及分组 | 第72页 |
| 2.2.2 模型建立及给药方案 | 第72-73页 |
| 2.2.3 血液标本留存 | 第73页 |
| 2.2.4 脏器标本留存 | 第73-74页 |
| 2.3 实验结果 | 第74-76页 |
| 2.3.1 大鼠造模前后外观形态变化 | 第74-75页 |
| 2.3.2 各组大鼠造模前后体重变化 | 第75-76页 |
| 3.当归多糖改善ACD大鼠贫血的药效学研究 | 第76-85页 |
| 3.1 实验材料 | 第76-77页 |
| 3.1.1 实验试剂 | 第76页 |
| 3.1.2 实验仪器 | 第76-77页 |
| 3.2 实验方法 | 第77-78页 |
| 3.2.1 血常规检测 | 第77页 |
| 3.2.2 ELISA检测大鼠血清hepcidin/TNF-?/IL-6/ferritin水平 | 第77页 |
| 3.2.3 原子吸收光谱法检测血清铁及脾脏铁含量 | 第77页 |
| 3.2.4 脾脏组织普鲁士蓝染色 | 第77-78页 |
| 3.2.5 数据处理 | 第78页 |
| 3.3 实验结果 | 第78-85页 |
| 3.3.1 当归多糖对ACD大鼠血常规的影响 | 第78-80页 |
| 3.3.2 当归多糖对ACD大鼠铁代谢的影响 | 第80-82页 |
| 3.3.3 当归多糖对ACD大鼠hepcidin水平的影响 | 第82-83页 |
| 3.3.4 当归多糖对ACD大鼠血清炎性因子的影响 | 第83-84页 |
| 3.3.5 当归多糖对ACD大鼠血清EPO水平的影响 | 第84-85页 |
| 4.当归多糖改善ACD大鼠贫血的机制研究 | 第85-92页 |
| 4.1 实验材料 | 第85-87页 |
| 4.1.1 实验试剂 | 第85-86页 |
| 4.1.2 实验仪器 | 第86-87页 |
| 4.2 实验方法 | 第87页 |
| 4.2.1 Westernblot检测相关信号蛋白的表达水平 | 第87页 |
| 4.2.2 数据处理 | 第87页 |
| 4.3 实验结果 | 第87-92页 |
| 4.3.1 当归多糖对ACD大鼠IL-6/STAT3信号通路的影响 | 第87-88页 |
| 4.3.2 当归多糖对ACD大鼠BMP/SMAD信号通路的影响 | 第88-90页 |
| 4.3.3 当归多糖对ACD大鼠ferroportin及ferritin表达的影响 | 第90页 |
| 4.3.4 当归多糖对ACD大鼠NF-?B信号通路的影响 | 第90-92页 |
| 5.讨论与结论 | 第92-98页 |
| 5.1 弗氏完全佐剂诱导大鼠慢性病贫血(ACD)模型的建立 | 第92-93页 |
| 5.2 当归多糖改善ACD大鼠贫血的药效学研究 | 第93-95页 |
| 5.3 当归多糖改善ACD大鼠贫血的机制研究 | 第95-96页 |
| 5.4 研究小结 | 第96-98页 |
| 第三部分 当归多糖体外上调EPO表达的研究 | 第98-120页 |
| 1.引言 | 第98-99页 |
| 2.当归多糖对缺氧诱导Hep3B细胞EPO表达的影响 | 第99-107页 |
| 2.1 实验材料 | 第99-102页 |
| 2.1.1 细胞 | 第99页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第99-100页 |
| 2.1.3 引物设计 | 第100-101页 |
| 2.1.4 实验仪器 | 第101-102页 |
| 2.2 实验方法 | 第102-104页 |
| 2.2.1 Hep3B细胞培养及传代 | 第102页 |
| 2.2.2 细胞处理 | 第102-103页 |
| 2.2.3 Westernblot检测Hep3B细胞HIF-1/2?蛋白表达 | 第103页 |
| 2.2.4 实时荧光定量PCR检测Hep3B细胞EPOmRNA、HIF-1/2?mRA表达 | 第103页 |
| 2.2.5 数据处理 | 第103-104页 |
| 2.3 实验结果 | 第104-107页 |
| 2.3.1 当归多糖对CoCl2诱导Hep3B细胞HIF-1/2?蛋白表达的影响 | 第104-105页 |
| 2.3.2 当归多糖对CoCl2诱导Hep3B细胞EPOmRNA的影响 | 第105页 |
| 2.3.3 当归多糖对CoCl2诱导Hep3B细胞HIF-1/2αmRNA的影响 | 第105-106页 |
| 2.3.4 当归多糖对CoCl2诱导Hep3B细胞HIF-1/2α蛋白半衰期的影响 | 第106-107页 |
| 3.当归多糖对炎性因子抑制Hep3B细胞EPO表达的影响 | 第107-117页 |
| 3.1 实验材料 | 第107-110页 |
| 3.1.1 细胞 | 第107页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第107-109页 |
| 3.1.3 引物设计 | 第109页 |
| 3.1.4 实验仪器 | 第109-110页 |
| 3.2 实验方法 | 第110-112页 |
| 3.2.1 炎性因子诱导Hep3B细胞模型的建立及给药处理 | 第110-111页 |
| 3.2.2 免疫荧光法检测Hep3B细胞NF-?B的入核情况 | 第111页 |
| 3.2.3 Westernblot检测Hep3B细胞GATA2、NF-?B蛋白表达 | 第111页 |
| 3.2.4 实时荧光定量PCR检测Hep3B细胞EPOmRNA表达 | 第111页 |
| 3.2.5 数据处理 | 第111-112页 |
| 3.3 实验结果 | 第112-117页 |
| 3.3.1 当归多糖对TNF-α诱导Hep3B细胞GATA2、NF-?B表达的影响 | 第112页 |
| 3.3.2 当归多糖对TNF-α抑制Hep3B细胞EPO的表达的影响 | 第112页 |
| 3.3.3 当归多糖对IL-1β诱导Hep3B细胞GATA2、NF-kB表达的影响 | 第112-114页 |
| 3.3.4 当归多糖对IL-1β抑制Hep3B细胞EPO表达的影响 | 第114-115页 |
| 3.3.5 当归多糖对TNF-α在缺氧条件下诱导Hep3B细胞GATA2、NF-kB表达的影响 | 第115-116页 |
| 3.3.6 当归多糖对TNF-α在缺氧条件下抑制Hep3B细胞EPOmRNA表达的影响 | 第116-117页 |
| 4.讨论与结论 | 第117-120页 |
| 4.1 当归多糖对缺氧诱导Hep3B细胞EPO表达的影响 | 第117-118页 |
| 4.2 当归多糖对炎性因子抑制Hep3B细胞EPO表达的影响 | 第118-119页 |
| 4.3 研究小结 | 第119-120页 |
| 第四部分 当归多糖改善肾性贫血的体内研究 | 第120-161页 |
| 1.引言 | 第120-121页 |
| 2.腺嘌呤诱导大鼠慢性肾脏病(CKD)贫血模型的建立 | 第121-126页 |
| 2.1 实验材料 | 第121-122页 |
| 2.1.1 动物 | 第121页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第121页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第121-122页 |
| 2.2 实验方法 | 第122-124页 |
| 2.2.1 实验动物饲养及分组 | 第122页 |
| 2.2.2 模型建立及给药方案 | 第122-123页 |
| 2.2.3 血液标本留存 | 第123页 |
| 2.2.4 脏器标本留存 | 第123-124页 |
| 2.3 实验结果 | 第124-126页 |
| 2.3.1 各组大鼠肾组织外观形态变化 | 第124页 |
| 2.3.2 各组大鼠肾指数、脾指数变化 | 第124-126页 |
| 3.当归多糖改善CKD大鼠贫血的药效学研究 | 第126-137页 |
| 3.1 实验材料 | 第126-127页 |
| 3.1.1 实验试剂 | 第126页 |
| 3.1.2 引物设计 | 第126-127页 |
| 3.1.3 实验仪器 | 第127页 |
| 3.2 实验方法 | 第127-129页 |
| 3.2.1 血清尿素氮(BUN)检测 | 第127页 |
| 3.2.2 血清肌酐(Scr)检测 | 第127-129页 |
| 3.2.3 血常规检测 | 第129页 |
| 3.2.4 实时荧光定量PCR检测大鼠肝脏hepcidinmRNA及肾脏、脾脏IL-6、TNF-?和IL-1?mRNA水平 | 第129页 |
| 3.2.5 原子吸收光谱法检测肝脏铁、脾脏铁和血清铁含量 | 第129页 |
| 3.2.6 ELISA检测血清EPO水平 | 第129页 |
| 3.2.7 数据处理 | 第129页 |
| 3.3 实验结果 | 第129-137页 |
| 3.3.1 当归多糖对CKD大鼠肾功能的影响 | 第129-131页 |
| 3.3.2 当归多糖对CKD大鼠血常规指标的影响 | 第131-132页 |
| 3.3.3 当归多糖对CKD大鼠炎症反应的影响 | 第132-134页 |
| 3.3.4 当归多糖对CKD大鼠铁代谢的影响 | 第134-135页 |
| 3.3.5 当归多糖对CKD大鼠EPO水平的影响 | 第135-136页 |
| 3.3.6 当归多糖对CKD大鼠hepcidin表达的影响 | 第136-137页 |
| 4.当归多糖改善CKD大鼠贫血的机制研究 | 第137-151页 |
| 4.1 实验材料 | 第137-140页 |
| 4.1.1 实验试剂 | 第137-139页 |
| 4.1.2 引物设计 | 第139页 |
| 4.1.3 实验仪器 | 第139-140页 |
| 4.2 实验方法 | 第140-142页 |
| 4.2.1 大鼠骨髓单个核细胞的制备 | 第140-141页 |
| 4.2.2 Westernblot检测相关信号通路的蛋白表达 | 第141页 |
| 4.2.3 实时荧光定量PCR检测相关mRNA表达 | 第141页 |
| 4.2.4 数据处理 | 第141-142页 |
| 4.3 实验结果 | 第142-151页 |
| 4.3.1 当归多糖对CKD大鼠HIF信号通路的影响 | 第142-144页 |
| 4.3.2 当归多糖对CKD大鼠GATA2及NF-?B信号通路的影响 | 第144-146页 |
| 4.3.3 当归多糖对CKD大鼠骨髓单个核细胞EPOR及其下游信号转导通路的影响 | 第146-148页 |
| 4.3.4 当归多糖对CKD大鼠肝脏p-STAT3和p-SMAD1/5/8的影响 | 第148-149页 |
| 4.3.5 当归多糖对CKD大鼠铁代谢相关蛋白表达的影响 | 第149-151页 |
| 5.讨论与结论 | 第151-161页 |
| 5.1 腺嘌呤诱导大鼠慢性肾脏病(CKD)贫血模型的建立 | 第151-152页 |
| 5.2 当归多糖改善CKD大鼠贫血的药效学研究 | 第152-155页 |
| 5.3 当归多糖改善CKD大鼠贫血的机制研究 | 第155-159页 |
| 5.3.1 当归多糖刺激CKD大鼠内源性EPO分泌的机制研究 | 第155-156页 |
| 5.3.2 当归多糖激活CKD大鼠骨髓单个核细胞EPOR下游信号转导通路的研究 | 第156-158页 |
| 5.3.3 当归多糖提高CKD大鼠循环铁利用率的机制研究 | 第158-159页 |
| 5.4 研究小结 | 第159-161页 |
| 总结与展望 | 第161-165页 |
| 参考文献 | 第165-178页 |
| 综述 | 第178-196页 |
| 参考文献 | 第188-196页 |
| 致谢 | 第196-197页 |
| 附录1 攻读学位期间发表论文目录 | 第197-198页 |
| 附录2 中英文缩略词对照表 | 第198-201页 |
| 附录3 动物合格证 | 第201-203页 |
