| 前言 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-8页 |
| Abstract | 第8-10页 |
| 英文缩写词表 | 第15-16页 |
| 第1章 文献综述 | 第16-27页 |
| 综述1 缺氧在肿瘤形成中的作用 | 第16-21页 |
| 1.1.1 肿瘤缺氧微环境的概述 | 第16页 |
| 1.1.2 缺氧诱导因子-1的结构特点和活性调节 | 第16-18页 |
| 1.1.3 缺氧在肿瘤形成中的作用 | 第18-21页 |
| 1.1.3.1 缺氧促进血管生成 | 第18-19页 |
| 1.1.3.2 缺氧对肿瘤细胞增殖和凋亡的影响 | 第19页 |
| 1.1.3.3 缺氧促进肿瘤细胞的侵袭和转移 | 第19-20页 |
| 1.1.3.4 缺氧与放化疗耐受 | 第20-21页 |
| 综述二 组蛋白去乙酰化酶在肿瘤中的作用 | 第21-27页 |
| 1.2.1 组蛋白去乙酰化酶 | 第21-22页 |
| 1.2.2 HDACs的生物学特征 | 第22页 |
| 1.2.3 HDAC抑制剂 | 第22页 |
| 1.2.4 HDACIs的药理学特性 | 第22-24页 |
| 1.2.5 HDAC抑制剂在抗肿瘤治疗中的作用 | 第24-27页 |
| 1.2.5.1 HDACI抑制剂对肿瘤细胞增殖、细胞周期和细胞凋亡的作用 | 第24页 |
| 1.2.5.2 HDACI抑制肿瘤细胞的迁移、浸润和转移 | 第24-25页 |
| 1.2.5.3 HDACI抗肿瘤治疗中的研究现状 | 第25-26页 |
| 1.2.5.4 HDACI与缺氧的关系 | 第26-27页 |
| 第2章 HDAC1在卵巢癌组织中的表达及其临床病理意义 | 第27-36页 |
| 2.1 材料与方法 | 第27-30页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第27-28页 |
| 2.1.2 主要试剂及仪器 | 第28页 |
| 2.1.2.1 主要仪器设备 | 第28页 |
| 2.1.2.2 主要试剂 | 第28页 |
| 2.1.2.3 主要配制试剂 | 第28页 |
| 2.1.3 免疫组化的实验方法 | 第28-29页 |
| 2.1.4 结果观察与判定 | 第29-30页 |
| 2.1.5 统计学处理 | 第30页 |
| 2.2 结果 | 第30-34页 |
| 2.2.1 HDAC1在卵巢肿瘤及正常卵巢组织中的表达 | 第30-32页 |
| 2.2.2 卵巢癌的临床病理特征与HDAC1表达的关系 | 第32-34页 |
| 2.3 讨论 | 第34-36页 |
| 第3章 HDAC1 siRNA质粒载体的构建及鉴定 | 第36-47页 |
| 3.1 材料与方法 | 第36-42页 |
| 3.1.1 主要仪器及试剂 | 第36-37页 |
| 3.1.1.1 主要仪器设备 | 第36-37页 |
| 3.1.1.2 主要试剂 | 第37页 |
| 3.1.1.3 主要溶液的配制 | 第37页 |
| 3.1.2 实验方法 | 第37-42页 |
| 3.1.2.1 引物的设计 | 第37-39页 |
| 3.1.2.2 模板的合成 | 第39页 |
| 3.1.2.3 质粒的构建 | 第39-42页 |
| 3.1.2.3.1 DNA寡核苷酸的退火连接 | 第39页 |
| 3.1.2.3.2 载体的酶切和酶连 | 第39-41页 |
| 3.1.2.3.3 质粒转化到E.coli感受态细胞中 | 第41页 |
| 3.1.2.3.4 阳性克隆的鉴定 | 第41-42页 |
| 3.1.2.3.5 质粒抽提及测序 | 第42页 |
| 3.2 结果 | 第42-45页 |
| 3.2.1 载体(pRNAT-U6.2/Lenti)的酶切鉴定 | 第42-43页 |
| 3.2.2 HDAC1-siRNA慢病毒载体构建及鉴定 | 第43-44页 |
| 3.2.3 HDAC1-siRNA慢病毒载体的测序鉴定 | 第44-45页 |
| 3.3 讨论 | 第45-47页 |
| 第4章 卵巢癌COC1细胞缺氧模型的建立及对HIF-1α和HDAC1表达的影响 | 第47-62页 |
| 4.1 材料与方法 | 第47-56页 |
| 4.1.1 细胞株 | 第47页 |
| 4.1.2 主要试剂及仪器 | 第47-50页 |
| 4.1.3 实验方法 | 第50-56页 |
| 4.1.3.1 COC1细胞株的处理 | 第50页 |
| 4.1.3.2 缺氧细胞模型的制备 | 第50-51页 |
| 4.1.3.3 免疫荧光细胞化学法检测COC1细胞HIF-1α的表达 | 第51-52页 |
| 4.1.3.4 流式细胞术检测COC1细胞周期分布 | 第52页 |
| 4.1.3.5 realtime-PCR法检测COC1细胞HIF-1α mRNA表达 | 第52-54页 |
| 4.1.3.6 Western Blot检测COC1细胞HIF-1α的蛋白质的表达 | 第54-55页 |
| 4.1.3.7 统计学分析 | 第55-56页 |
| 4.2 结果 | 第56-60页 |
| 4.2.1 MTT法测定缺氧模拟剂DFOM对COC1细胞株生长的影响 | 第56页 |
| 4.2.2 缺氧对COC1细胞HIF-1α、HDAC1的蛋白质水平表达的影响 | 第56-57页 |
| 4.2.3 缺氧对COC1细胞周期的影响 | 第57-58页 |
| 4.2.4 缺氧对COC1细胞HIF-1α mRNA水平表达的影响 | 第58-59页 |
| 4.2.5 缺氧对COC1细胞HIF-1α的蛋白表达的影响 | 第59-60页 |
| 4.3 讨论 | 第60-62页 |
| 第5章 HDAC1-siRNA对卵巢癌COC1细胞缺氧的影响及机制的探讨 | 第62-73页 |
| 5.1 材料与方法 | 第62-64页 |
| 5.1.1 细胞株 | 第62页 |
| 5.1.2 主要试剂及仪器 | 第62页 |
| 5.1.3 实验方法 | 第62-64页 |
| 5.1.3.1 COC1细胞株的处理 | 第62页 |
| 5.1.3.2 HDAC1 siRNA转染COC1细胞 | 第62-63页 |
| 5.1.3.3 沉默HDAC1基因后HIF-1α、HDAC1的蛋白质表达的免疫荧光检测 | 第63-64页 |
| 5.1.3.4 流式细胞术检测三组细胞的周期分布 | 第64页 |
| 5.1.3.5 realtime-PCR法检测HIF-1α、HDAC1、Bcl-2和Bax的mRNA表达 | 第64页 |
| 5.1.3.6 Western Blot检测HDAC1、HIF-1a的蛋白质的表达 | 第64页 |
| 5.1.3.7 统计学分析 | 第64页 |
| 5.2 结果 | 第64-71页 |
| 5.2.1 质粒转染COC1细胞的检测 | 第64-65页 |
| 5.2.2 HDAC1-siRNA对COC1细胞HIF-1α、HDAC1蛋白质表达的影响 | 第65-66页 |
| 5.2.3 real-time RT-PCR检测COC1细胞HIF-1α、HDAC1、Bcl-2、Bax mRNA表达变化 | 第66-69页 |
| 5.2.4 Western Blot检测COC1细胞HIF-1α、HDAC1蛋白质表达的变化 | 第69-71页 |
| 5.3 讨论 | 第71-73页 |
| 第6章 结论 | 第73-74页 |
| 创新点自评 | 第74-75页 |
| 参考文献 | 第75-81页 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第81-82页 |
| 致谢 | 第82页 |
