摘要 | 第8-10页 |
中英文及缩写对照表 | 第10-11页 |
第一章 文献综述 | 第11-23页 |
1 绵羊脂肪的作用 | 第11页 |
2 脂肪的基本代谢途径 | 第11-12页 |
3 脂肪细胞分化过程及其影响因素 | 第12-14页 |
4 UCP2基因在脂肪细胞的作用 | 第14-15页 |
5 miRNA在脂肪细胞中的作用 | 第15-17页 |
6 研究目的与意义 | 第17-18页 |
参考文献 | 第18-23页 |
第二章 胰岛素调节绵羊前体脂肪细胞分化的研究 | 第23-41页 |
1 材料与方法 | 第24-30页 |
1.1 主要试剂仪器和样品的采集 | 第24-25页 |
1.1.1 主要试剂 | 第24页 |
1.1.2 主要试验仪器 | 第24页 |
1.1.3 样品采集 | 第24-25页 |
1.1.4 主要试剂种类和配制方法 | 第25页 |
1.2 试验方法 | 第25-30页 |
1.2.1 细胞培养 | 第26页 |
1.2.2 胰岛素处理绵羊前体脂肪细胞 | 第26-27页 |
1.2.3 绵羊前体脂肪细胞对胰岛素浓度变化的应答 | 第27页 |
1.2.4 细胞活性检测 | 第27页 |
1.2.5 葡萄糖消耗量的检测 | 第27页 |
1.2.6 细胞总RNA的提取和反转录 | 第27-28页 |
1.2.7 引物设计 | 第28-29页 |
1.2.8 RT-qPCR检测标志基因、UCP2和miR-132-3p的表达量 | 第29-30页 |
1.2.9 油红O染色 | 第30页 |
1.2.10 数据处理与分析 | 第30页 |
2 结果 | 第30-36页 |
2.1 前体脂肪细胞的生长状态 | 第30-31页 |
2.2 不同浓度胰岛素处理细胞后的葡萄糖消耗量 | 第31页 |
2.3 不同浓度胰岛素处理后的细胞活性 | 第31-32页 |
2.4 细胞分化过程中的最适胰岛素浓度以及胰岛素抵抗 | 第32-33页 |
2.5 前体脂肪细胞的分化和染色 | 第33-35页 |
2.6 前体脂肪细胞分化过程中标志基因的表达量 | 第35页 |
2.7 分化过程中UCP2和miR-132-3p的表达量 | 第35-36页 |
3 讨论 | 第36-37页 |
4 小结 | 第37-38页 |
参考文献 | 第38-41页 |
第三章 miR-132-3p靶向UCP2调节绵羊前体脂肪细胞的分化 | 第41-64页 |
1 材料方法 | 第41-54页 |
1.1 主要试剂仪器 | 第41-43页 |
1.1.1 主要试剂 | 第41-42页 |
1.1.2 主要试验仪器 | 第42页 |
1.1.3 主要试剂配制 | 第42-43页 |
1.2 试验方法 | 第43-54页 |
1.2.1 生物信息学软件预测靶标关系 | 第43页 |
1.2.2 引物设计 | 第43-44页 |
1.2.3 UCP2 3'-UTR目的片段的扩增 | 第44-45页 |
1.2.4 重组载体的构建 | 第45-49页 |
1.2.5 HEK-293T细胞培养基的配制和细胞培养 | 第49页 |
1.2.6 共转染试验 | 第49-50页 |
1.2.7 双荧光素酶活性的检测 | 第50页 |
1.2.8 前体脂肪细胞的培养和分组过表达miR-132-3p | 第50-51页 |
1.2.9 转染miR-132-3p mimics/NC后总RNA的提取与反转录 | 第51页 |
1.2.10 实时荧光定量检测 | 第51页 |
1.2.11 总蛋白的提取与检测 | 第51-54页 |
1.2.12 数据处理与分析 | 第54页 |
2 结果 | 第54-59页 |
2.1 预测的靶标关系 | 第54-55页 |
2.2 构建的重组载体 | 第55-56页 |
2.3 双荧光素酶活性 | 第56-57页 |
2.4 过表达miR-132-3p后UCP2 mRNA表达量 | 第57-58页 |
2.5 过表达miR-132-3p后UCP2蛋白表达量 | 第58页 |
2.6 过表达miR-132-3p后标志基因的表达量 | 第58-59页 |
3 讨论 | 第59-61页 |
4 小结 | 第61-62页 |
参考文献 | 第62-64页 |
全文总结 | 第64-65页 |
创新与特色 | 第65-67页 |
Abstract | 第67-69页 |
附录 | 第71-73页 |
致谢 | 第73页 |