| 摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-11页 |
| 缩略词表（Abbreviation） | 第12-13页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-27页 |
| 1 植物应对非生物逆境胁迫的分子机理 | 第13-15页 |
| 1.1 胁迫的感知与信号转导 | 第14页 |
| 1.2 蛋白激酶的响应 | 第14页 |
| 1.3 转录因子的调控 | 第14-15页 |
| 2 ABA与非生物逆境胁迫 | 第15-17页 |
| 2.1 ABA依赖型响应非生物逆境胁迫信号网络 | 第15-16页 |
| 2.2 ABA不依赖型响应非生物逆境胁迫信号网络 | 第16页 |
| 2.3 ABA调控通路中的重要因子 | 第16-17页 |
| 3 植物SnRK蛋白激酶家族研究进展 | 第17-22页 |
| 3.1 植物SnRK1亚家族研究进展 | 第18-19页 |
| 3.2 植物SnRK2亚家族研究进展 | 第19-22页 |
| 3.3 植物SnRK3亚家族研究进展 | 第22页 |
| 4 转录因子ICE1 | 第22-23页 |
| 5 精氨酸脱羧酶基因ADC研究进展 | 第23-24页 |
| 6 茶树CsICE1、CsSnRK和CsADC研究进展 | 第24-26页 |
| 6.1 茶树CsICE1的研究进展 | 第24-25页 |
| 6.2 茶树CsSnRK的研究进展 | 第25页 |
| 6.3 茶树CsADC的研究进展 | 第25-26页 |
| 7 高通量测序技术在植物研究上的应用 | 第26页 |
| 8 问题的提出及研究思路 | 第26-27页 |
| 第二章 鄂茶1号鲜叶离体失水的转录组分析 | 第27-44页 |
| 1 引言 | 第27页 |
| 2 材料与方法 | 第27-32页 |
| 2.1 试验材料 | 第27页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第27页 |
| 2.2 试验方法 | 第27-32页 |
| 2.2.1 试验样品的制备及RNA提取 | 第27-28页 |
| 2.2.2 茶鲜叶离体失水过程中的含水量测定 | 第28页 |
| 2.2.3 茶鲜叶离体失水过程中POD活性的测定 | 第28页 |
| 2.2.4 高通量测序及Unigene组装拼接 | 第28-29页 |
| 2.2.5 转录本基因功能注释 | 第29页 |
| 2.2.6 qRT-PCR验证RNA-seq数据 | 第29-32页 |
| 3 结果与分析 | 第32-43页 |
| 3.1 茶鲜叶离体失水过程中的含水量变化 | 第32页 |
| 3.2 茶鲜叶离体失水过程中POD活性的变化 | 第32-33页 |
| 3.3 转录组测序原始数据分析 | 第33-34页 |
| 3.4 转录组数据组装及基因功能注释 | 第34-36页 |
| 3.5 GO注释 | 第36页 |
| 3.6 KOG注释 | 第36-37页 |
| 3.7 差异表达分析 | 第37-38页 |
| 3.8 差异基因KEGG富集分析 | 第38-40页 |
| 3.9 植物激素信号转导途径相关差异基因分析 | 第40-41页 |
| 3.10 qRT-PCR验证RNA-Seq数据 | 第41-43页 |
| 4 讨论与结论 | 第43-44页 |
| 第三章 茶树蛋白激酶CsSnRK2s、CsADC的克隆及生物信息学分析 | 第44-69页 |
| 1 引言 | 第44页 |
| 2 材料与方法 | 第44-51页 |
| 2.1 试验材料 | 第44-46页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第44-45页 |
| 2.1.2 菌株和载体材料 | 第45页 |
| 2.1.3 主要试剂及试剂盒 | 第45页 |
| 2.1.4 引物设计、合成及序列测定 | 第45-46页 |
| 2.2 试验方法 | 第46-51页 |
| 2.2.1 样品总RNA的提取 | 第46-47页 |
| 2.2.2 cDNA的制备 | 第47-48页 |
| 2.2.3 琼脂糖凝胶回收 | 第48-49页 |
| 2.2.4 连接转化 | 第49-50页 |
| 2.2.5 质粒回收 | 第50-51页 |
| 2.2.6 生物信息学分析 | 第51页 |
| 3 结果与分析 | 第51-67页 |
| 3.1 CsICE1、CsSnRK2s及CsADC的克隆 | 第51-52页 |
| 3.1.1 样品的RNA提取质量 | 第51-52页 |
| 3.1.2 CsICE1、CsSnRK2s与CsADC基因的克隆 | 第52页 |
| 3.2 CsICE1、CsSnRK2s和CsADC的生物信息学分析 | 第52-67页 |
| 3.2.1 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的理化性质分析 | 第52-54页 |
| 3.2.2 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的跨模性及疏水性预测分析 | 第54-56页 |
| 3.2.3 CsSnRK2s和CsADC的系统进化树分析 | 第56-58页 |
| 3.2.4 CsSnRK2.6 和CsADC的多序列比对分析 | 第58-61页 |
| 3.2.5 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的二级结构预测分析 | 第61页 |
| 3.2.6 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的结构域预测分析 | 第61-63页 |
| 3.2.7 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的磷酸化位点预测分析 | 第63-65页 |
| 3.2.8 CsICE1、CsSnRK2s及Cs ADC的结合位点预测分析 | 第65页 |
| 3.2.9 CsICE1、CsSnRK2s及CsADC的亚细胞定位预测分析 | 第65-67页 |
| 4 讨论与结论 | 第67-69页 |
| 4.1 CsSnRK2s、CsICE1和CsADC基因的克隆 | 第67-68页 |
| 4.2 结论 | 第68-69页 |
| 第四章 蛋白互作分析 | 第69-93页 |
| 1 引言 | 第69-70页 |
| 2 材料与方法 | 第70-80页 |
| 2.1 试验材料 | 第70-72页 |
| 2.1.1 主要菌株 | 第70页 |
| 2.1.2 主要载体 | 第70页 |
| 2.1.3 主要试剂、试剂盒及工具酶 | 第70-71页 |
| 2.1.4 引物设计、合成及序列测定 | 第71-72页 |
| 2.1.5 仪器设备 | 第72页 |
| 2.2 试验方法 | 第72-80页 |
| 2.2.1 构建载体引物设计 | 第72-73页 |
| 2.2.2 主要载体的构建方法 | 第73-75页 |
| 2.2.3 酵母感受态细胞的制备 | 第75-76页 |
| 2.2.4 转化子的制备 | 第76-77页 |
| 2.2.5 自激活性检测 | 第77-78页 |
| 2.2.6 His检测蛋白互作 | 第78-79页 |
| 2.2.7 Ura检测蛋白互作 | 第79页 |
| 2.2.8 X-Gal显色检测蛋白互作 | 第79-80页 |
| 3 结果与分析 | 第80-89页 |
| 3.1 “诱饵”载体的构建 | 第80-82页 |
| 3.1.1 “诱饵”入门载体的构建 | 第80-81页 |
| 3.1.2 LR重组反应构建“诱饵”目标载体 | 第81-82页 |
| 3.2 “诱饵”载体的自激活性检测 | 第82-83页 |
| 3.3 “猎物”载体的构建 | 第83-85页 |
| 3.3.1 “猎物”入门载体的构建 | 第83-84页 |
| 3.3.2 LR重组反应构建“猎物”表达载体 | 第84-85页 |
| 3.4 蛋白互作分析 | 第85-89页 |
| 3.4.1 CsICE1与CsSnRK2.6 蛋白互作分析 | 第85-87页 |
| 3.4.2 CsICE1与CsADC蛋白互作分析 | 第87-89页 |
| 4 讨论与结论 | 第89-93页 |
| 4.1 “诱饵”载体自激活检测 | 第89-90页 |
| 4.2 CsICE1与CsSnRK2.6 的蛋白互作 | 第90-91页 |
| 4.3 CsICE1与CsADC的蛋白互作 | 第91-92页 |
| 4.4 结论 | 第92-93页 |
| 第五章 不同品种茶树鲜叶离体失水荧光定量分析 | 第93-100页 |
| 1 引言 | 第93页 |
| 2 材料与方法 | 第93-96页 |
| 2.1 试验材料 | 第93页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第93页 |
| 2.2 试验方法 | 第93-96页 |
| 2.2.1 试验样品的制备 | 第93页 |
| 2.2.2 样品总RNA的提取 | 第93-95页 |
| 2.2.3 cDNA的制备 | 第95页 |
| 2.2.4 荧光定量引物设计 | 第95-96页 |
| 3 结果与分析 | 第96-99页 |
| 4 讨论与结论 | 第99-100页 |
| 附录 1：ADC与部分物种的多序列比对结果 | 第100-101页 |
| 附录 2：基因测序分析比对图 | 第101-108页 |
| 附录 3：学习期间取得的成果 | 第108-109页 |
| 参考文献 | 第109-120页 |
| 致谢 | 第120页 |
