| 摘要 | 第4-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 中英文缩略词表 | 第13-14页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-42页 |
| 1.1 糖尿病的发病机制及危害 | 第14-15页 |
| 1.1.1 糖尿病简介 | 第14-15页 |
| 1.2 胰岛β细胞在糖尿病研究中的重要地位 | 第15-20页 |
| 1.2.1 胰腺的组成及β细胞 | 第15-16页 |
| 1.2.2 胰腺的发生及其对糖尿病研究的意义 | 第16-19页 |
| 1.2.3 体内存在的保护β细胞分子通路 | 第19页 |
| 1.2.4 β细胞的异质性 | 第19-20页 |
| 1.3 细胞代替疗法可能成为治疗糖尿病的潜在方法 | 第20-26页 |
| 1.3.1 胚胎干细胞和诱导胚胎干细胞定向分化为β细胞 | 第21页 |
| 1.3.2 成体前体细胞和成体干细胞向β细胞的分化 | 第21页 |
| 1.3.3 将远源的细胞转分化为β细胞 | 第21-22页 |
| 1.3.4 将发育相关的细胞转分化为β细胞 | 第22-26页 |
| 1.4 细胞穿膜肽技术及其在糖尿病方面的应用潜能 | 第26-28页 |
| 1.4.1 细胞穿膜肽简介 | 第26-27页 |
| 1.4.2 细胞穿膜肽技术在糖尿病方面的应用 | 第27页 |
| 1.4.3 脑组织特异性穿膜肽RVG及其在糖尿病研究方面的前景 | 第27-28页 |
| 1.5 诱导胰脏损伤再生模型 | 第28-40页 |
| 1.5.1 各种胰脏损伤再生模型的研究进展 | 第28-35页 |
| 1.5.2 β细胞再生的理论存在很多争议 | 第35页 |
| 1.5.3 脑对于血糖的调节及神经系统在糖尿病中的重要作用 | 第35-38页 |
| 1.5.4 目前利用遗传手段诱导β损伤存在的问题 | 第38-40页 |
| 1.6 本文的研究目的和意义 | 第40-42页 |
| 第二章 材料与方法 | 第42-60页 |
| 2.1 实验材料 | 第42页 |
| 2.1.1 实验动物 | 第42页 |
| 2.1.2 实验所用菌株及细胞系 | 第42页 |
| 2.2 实验试剂 | 第42-46页 |
| 2.2.1 分子生物学相关试剂 | 第42-43页 |
| 2.2.2 蛋白相关试剂 | 第43页 |
| 2.2.3 Western blotting和免疫组化相关试剂和耗材 | 第43-44页 |
| 2.2.4 细胞相关试剂 | 第44页 |
| 2.2.5 免疫化学染色相关试剂 | 第44-45页 |
| 2.2.6 抗体 | 第45页 |
| 2.2.7 常用耗材 | 第45页 |
| 2.2.8 常用化学试剂 | 第45页 |
| 2.2.9 常用试剂配置 | 第45-46页 |
| 2.3 仪器设备 | 第46-47页 |
| 2.4 实验分析相关软件 | 第47-48页 |
| 2.5 实验方法 | 第48-60页 |
| 2.5.1 质粒提取 | 第48-49页 |
| 2.5.2 感受态细胞的制备 | 第49页 |
| 2.5.3 重组质粒的鉴定 | 第49页 |
| 2.5.4 蛋白纯化 | 第49页 |
| 2.5.5 透析袋处理 | 第49-50页 |
| 2.5.6 脑组织冰冻切片处理 | 第50页 |
| 2.5.7 组织基因组提取 | 第50页 |
| 2.5.8 Hotshot基因组提取步骤 | 第50-51页 |
| 2.5.9 组织和细胞RNA提取 | 第51页 |
| 2.5.10 提取总蛋白 | 第51页 |
| 2.5.11 蛋白定量 | 第51页 |
| 2.5.12 PCR反应体系 | 第51-52页 |
| 2.5.13 PCR产物与酶切产物的胶回收 | 第52页 |
| 2.5.14 定量PCR | 第52-53页 |
| 2.5.15 SDS-PAGE | 第53页 |
| 2.5.16 Western blotting | 第53-54页 |
| 2.5.17 PCR产物与酶切产物的直接回收 | 第54页 |
| 2.5.18 酶切产物连接 | 第54-55页 |
| 2.5.19 菌落PCR法 | 第55页 |
| 2.5.20 单链引物退火反应 | 第55页 |
| 2.5.21 组织脱水程序 | 第55-56页 |
| 2.5.22 组织包埋 | 第56页 |
| 2.5.23 HE染色 | 第56页 |
| 2.5.24 免疫荧光 | 第56-57页 |
| 2.5.25 FITC荧光标记 | 第57页 |
| 2.5.26 小鼠血糖测定 | 第57页 |
| 2.5.27 小鼠眼球取血 | 第57-58页 |
| 2.5.28 血糖耐受实验 | 第58页 |
| 2.5.29 细胞复苏实验 | 第58页 |
| 2.5.30 细胞传代实验步骤 | 第58-59页 |
| 2.5.31 胰岛素Elisa检测 | 第59-60页 |
| 第三章 结果与分析 | 第60-97页 |
| 3.1 引言 | 第60-62页 |
| 3.2 实验结果 | 第62-66页 |
| 3.2.1 Ins1~(CreERT2);Rosa26~(DTA176)工具鼠的获得及鉴定 | 第62-64页 |
| 3.2.2 未诱导的Ins~(CreERT2);Rosa26~(DTA176)小鼠的胰脏组织切片 | 第64页 |
| 3.2.3 未诱导的Ins1~(CreERT2);Rosa26~(DTA176)小鼠的血糖及相关验证 | 第64-66页 |
| 3.3 β细胞大量杀除后小鼠生理生化指标的变化 | 第66-75页 |
| 3.3.1 TM诱导后小鼠血糖变化 | 第66-67页 |
| 3.3.2 TM诱导后小鼠体重变化 | 第67页 |
| 3.3.3 TM诱导后小鼠血糖耐受实验 | 第67-68页 |
| 3.3.4 TM诱导两周后小鼠血糖耐受实验 | 第68-69页 |
| 3.3.5 胰岛素含量的测定 | 第69-70页 |
| 3.3.6 TM诱导的β细胞条件性去除 | 第70-74页 |
| 3.3.7 TM诱导后脑组织切片验证本模型中小鼠脑部是否损伤 | 第74-75页 |
| 3.4 胰岛β细胞特异性杀除后胰脏内β细胞增殖情况 | 第75-79页 |
| 3.4.1 β细胞杀除后小鼠胰脏内细胞增殖情况的鉴定 | 第75-76页 |
| 3.4.2 β细胞杀除后小鼠胰脏中外分泌细胞向内分泌细胞的转分化 | 第76-78页 |
| 3.4.3 细胞损伤及转分化关键因子Oct的免疫荧光染色 | 第78-79页 |
| 3.4.4 β细胞成熟的表面标记物Nkx6.1染色 | 第79页 |
| 3.5 小鼠脑部特异性杀除模型的构建 | 第79-96页 |
| 3.5.1 RVG-Cre介导的脑组织特异性损伤小鼠模型的构建原理 | 第79-80页 |
| 3.5.2 Cre、TAT-Cre和RVG-Cre原核表达纯化和体外活性验证 | 第80-82页 |
| 3.5.3 RVG-Cre细胞水平的神经细胞倾向性及切割活性验证 | 第82-85页 |
| 3.5.4 RVG-Cre蛋白在小鼠活体内的半衰期和组织分布 | 第85-86页 |
| 3.5.5 RVG-Cre蛋白在活体小鼠脑部进行特异性基因编辑的研究 | 第86-93页 |
| 3.5.6 RVG-Cre蛋白介导的Rosa26~(DTA176)小鼠脑组织特异性损伤模型的构建与检测 | 第93-96页 |
| 3.6 小结 | 第96-97页 |
| 3.6.1 成功构建小鼠胰岛β细胞精确条件性损伤模型 | 第96页 |
| 3.6.2 成功验证RVG-Cre脑组织靶向性递送体系并构建脑组织特异性损伤模型 | 第96-97页 |
| 第四章 讨论与展望 | 第97-101页 |
| 4.1 讨论 | 第97-100页 |
| 4.1.1 已报道的胰脏的损伤模型对β细胞杀除普遍缺乏精确性 | 第97页 |
| 4.1.2 高特异性胰岛β细胞损伤模型的建立及其特征分析 | 第97-98页 |
| 4.1.3 本模型在研究β细胞损伤再生机制方面的应用价值 | 第98页 |
| 4.1.4 脑靶向细胞穿膜研究为本研究后期糖尿病模型的制备及研究打下基础 | 第98-99页 |
| 4.1.5 脑靶向性RVG-Cre重组酶的应用前景 | 第99-100页 |
| 4.2 展望 | 第100-101页 |
| 第五章 结论 | 第101-102页 |
| 参考文献 | 第102-117页 |
| 附录 | 第117-119页 |
| 致谢 | 第119-120页 |
| 个人简历 | 第120页 |
