| 摘要 | 第5-7页 |
| abstract | 第7-8页 |
| 第一章 引言 | 第14-22页 |
| 1.1 细胞凋亡概述 | 第14页 |
| 1.1.1 细胞凋亡的基本概念与特征 | 第14页 |
| 1.1.2 凋亡发生时形态学特征和生化特征 | 第14页 |
| 1.2 细胞凋亡的途径 | 第14-16页 |
| 1.2.1 线粒体通路 | 第15页 |
| 1.2.2 死亡受体通路 | 第15-16页 |
| 1.2.3 内质网通路 | 第16页 |
| 1.3 细胞凋亡常用检测方法 | 第16页 |
| 1.4 线粒体与细胞凋亡 | 第16-19页 |
| 1.4.1 线粒体的结构与功能特点 | 第16-17页 |
| 1.4.2 线粒体与凋亡 | 第17-19页 |
| 1.4.3 鳞翅目昆虫细胞凋亡 | 第19页 |
| 1.5 CPT诱导昆虫细胞凋亡 | 第19-20页 |
| 1.5.1 CPT生物活性 | 第19-20页 |
| 1.5.2 CPT诱导的昆虫细胞凋亡及其线粒体途径 | 第20页 |
| 1.6 论文设计思路 | 第20-22页 |
| 1.6.1 研究目的及研究意义 | 第20页 |
| 1.6.2 研究内容 | 第20-21页 |
| 1.6.3 技术路线 | 第21-22页 |
| 第二章 喜树碱及羟基喜树碱诱导甜菜夜蛾SPEX-Ⅱ细胞凋亡 | 第22-28页 |
| 2.1 实验材料与方法 | 第22-23页 |
| 2.1.1 实验仪器 | 第22页 |
| 2.1.2 化学试剂 | 第22页 |
| 2.1.3 试剂配制 | 第22-23页 |
| 2.1.4 供试细胞 | 第23页 |
| 2.2 实验方法 | 第23-24页 |
| 2.2.1 Annexin V-FITC/PI双染检测细胞凋亡 | 第23页 |
| 2.2.2 MTS法检测细胞增殖活性 | 第23-24页 |
| 2.2.3 数据处理 | 第24页 |
| 2.3 实验结果 | 第24-26页 |
| 2.3.1 CPT和HCPT对Spex-Ⅱ细胞活性的影响 | 第24-25页 |
| 2.3.2 CPT和HCPT诱导Spex-Ⅱ细胞凋亡 | 第25-26页 |
| 2.4 讨论 | 第26-28页 |
| 第三章 甜菜夜蛾SPEX-Ⅱ细胞凋亡时线粒体形态学变化研究 | 第28-33页 |
| 3.1 实验材料及方法 | 第28页 |
| 3.1.1 实验仪器 | 第28页 |
| 3.1.2 化学试剂 | 第28页 |
| 3.2 实验方法 | 第28-29页 |
| 3.2.1 药剂处理 | 第28页 |
| 3.2.2 Mito Tracker Red染色 | 第28-29页 |
| 3.2.3 透射电镜样品制备 | 第29页 |
| 3.2.4 图像处理 | 第29页 |
| 3.3 实验结果 | 第29-31页 |
| 3.3.1 CPT和HCPT对线粒体分布的影响 | 第29页 |
| 3.3.2 CPT和HCPT影响线粒体的亚显微结构 | 第29-31页 |
| 3.4 讨论 | 第31-33页 |
| 第四章 甜菜夜蛾SPEX-Ⅱ细胞凋亡线粒体功能变化的研究 | 第33-41页 |
| 4.1 实验材料及方法 | 第33-34页 |
| 4.1.1 实验仪器 | 第33页 |
| 4.1.2 化学试剂 | 第33页 |
| 4.1.3 试剂配制 | 第33-34页 |
| 4.2 实验方法 | 第34-35页 |
| 4.2.1 细胞内Ca2+水平检测 | 第34页 |
| 4.2.2 线粒体膜电位检测 | 第34-35页 |
| 4.2.3 细胞内ROS水平检测 | 第35页 |
| 4.3 实验结果 | 第35-39页 |
| 4.3.1 CPT和HCPT影响细胞间Ca2+的释放 | 第35-36页 |
| 4.3.2 线粒体膜电位的检测 | 第36-38页 |
| 4.3.3 CPT和HCPT影响细胞间ROS的产生 | 第38-39页 |
| 4.4 讨论 | 第39-41页 |
| 第五章 MPTP与CPT和HCPT诱导的甜菜夜蛾细胞凋亡 | 第41-52页 |
| 5.1 实验材料及方法 | 第41-43页 |
| 5.1.1 实验仪器 | 第41页 |
| 5.1.2 化学试剂 | 第41-42页 |
| 5.1.3 试剂配制 | 第42-43页 |
| 5.2 实验方法 | 第43-45页 |
| 5.2.1 Western Blot检测Cytc蛋白的释放 | 第43-44页 |
| 5.2.2 CsA对胞质Ca2+浓度的影响 | 第44页 |
| 5.2.3 CsA对胞质ROS的影响 | 第44页 |
| 5.2.4 CsA对凋亡的影响 | 第44页 |
| 5.2.5 抑制剂FBSA对Caspase酶活性的影响 | 第44-45页 |
| 5.3 实验结果 | 第45-50页 |
| 5.3.1 CsA抑制Cytc从线粒体到胞质的释放 | 第45-46页 |
| 5.3.2 CsA影响胞内钙浓度 | 第46-47页 |
| 5.3.3 CsA抑制ROS的生成 | 第47-48页 |
| 5.3.4 CsA抑制细胞凋亡 | 第48页 |
| 5.3.5 FBSA抑制Caspase酶活性 | 第48-50页 |
| 5.4 讨论 | 第50-52页 |
| 第六章 线粒体形态和结构改变的毒理学机制研究 | 第52-59页 |
| 6.1 实验材料及方法 | 第52页 |
| 6.1.1 实验仪器 | 第52页 |
| 6.1.2 化学试剂 | 第52页 |
| 6.1.3 试剂配制 | 第52页 |
| 6.2 实验方法 | 第52-54页 |
| 6.2.1 DNA损伤的流式分析 | 第52-53页 |
| 6.2.2 分光光度法检测MDA | 第53-54页 |
| 6.2.3 二硝基苯肼(DNPH)比色法测定蛋白质羰基化 | 第54页 |
| 6.3 实验结果 | 第54-57页 |
| 6.3.1 CPT和HCPT诱导细胞DNA损伤 | 第54-56页 |
| 6.3.2 CPT和HCPT诱导脂质氧化 | 第56-57页 |
| 6.3.3 CPT和HCPT诱导蛋白质羰基化 | 第57页 |
| 6.4 讨论 | 第57-59页 |
| 第七章 全文结论 | 第59-61页 |
| 7.1 总结 | 第59页 |
| 7.2 展望 | 第59-61页 |
| 参考文献 | 第61-67页 |
| 致谢 | 第67-68页 |
| 作者简历 | 第68页 |
