| 中文摘要 | 第11-12页 |
| ABSTRACT | 第12-13页 |
| 第一章 综述 | 第14-24页 |
| 1.1 H_2S | 第14-15页 |
| 1.1.1 H_2S的理化性质 | 第14页 |
| 1.1.2 H_2S的毒性表现 | 第14-15页 |
| 1.1.3 H_2S气体信号分子 | 第15页 |
| 1.2 气体信号分子H_2S的研究进展 | 第15-18页 |
| 1.2.1 动物中H_2S生理功能研究进展 | 第15-16页 |
| 1.2.2 植物中H_2S生理功能研究进展 | 第16-18页 |
| 1.3 H_2S的内源产生关键酶的研究进展 | 第18-22页 |
| 1.3.1 动物中H_2S的内源产生酶 | 第18-20页 |
| 1.3.2 植物中H_2S的内源产生酶 | 第20-22页 |
| 1.4 本实验的研究内容及意义 | 第22-24页 |
| 1.4.1 研究内容 | 第22页 |
| 1.4.2 研究意义 | 第22-24页 |
| 第二章 pET28a-AtLCD和pET28a-AtDCD原核表达载体的构建 | 第24-35页 |
| 2.1 材料和试剂 | 第24页 |
| 2.1.1 菌体、载体及植株 | 第24页 |
| 2.1.2 试剂和仪器 | 第24页 |
| 2.2 实验方法 | 第24-30页 |
| 2.2.1 拟南芥RNA的提取及反转录 | 第24-25页 |
| 2.2.2 目的基因XtLCD和AtDCD的克隆及目的片段的回收 | 第25-27页 |
| 2.2.3 重组载体的构建及转化 | 第27-29页 |
| 2.2.4 大肠杆菌BL21(DE3)和DH5α感受态细胞的制备及重组子的转化 | 第29页 |
| 2.2.5 重组质粒的提取、酶切鉴定及测序 | 第29-30页 |
| 2.3 实验结果与分析 | 第30-34页 |
| 2.3.1 拟南芥植株的培养 | 第30-31页 |
| 2.3.2 目的基因AtLCD和AtDCD的克隆 | 第31页 |
| 2.3.3 重组载体pMD18-T-AtLCD和pMD18-T-AtDCD构建、转化及鉴定 | 第31-32页 |
| 2.3.4 测序鉴定 | 第32页 |
| 2.3.5 重组载体pET28a-AtLCD和pET28a-AtDCD构建、转化及鉴定 | 第32-34页 |
| 2.4 结论与讨论 | 第34-35页 |
| 第三章 AtLCD和AtDCD的诱导表达及纯化 | 第35-47页 |
| 3.1 材料和试剂 | 第35页 |
| 3.1.1 菌体 | 第35页 |
| 3.1.2 试剂和仪器 | 第35页 |
| 3.2 实验方法 | 第35-38页 |
| 3.2.1 大肠杆菌中诱导AtLCD和AtDCD的表达 | 第35-37页 |
| 3.2.2 AtLCD和AtDCD的纯化 | 第37页 |
| 3.2.3 AtLCD和AtDCD活性的测定 | 第37-38页 |
| 3.3 实验结果与分析 | 第38-45页 |
| 3.3.1 AtLCD和AtDCD的诱导表达及最佳诱导表达条件的确定 | 第38-39页 |
| 3.3.2 AtLCD和AtDCD的纯化及最佳纯化条件的筛选 | 第39-41页 |
| 3.3.3 AtLCD和AtDCD活性测定 | 第41-45页 |
| 3.4 结论与讨论 | 第45-47页 |
| 第四章 重组拟南芥AtLCD的酶学性质研究 | 第47-55页 |
| 4.1 材料和试剂 | 第47页 |
| 4.1.1 菌体 | 第47页 |
| 4.1.2 仪器和试剂 | 第47页 |
| 4.2 实验方法 | 第47-48页 |
| 4.2.1 重组AtLCD的酶活性测定 | 第47页 |
| 4.2.2 重组酶最适pH和pH稳定性 | 第47-48页 |
| 4.2.3 重组酶最适温度和温度稳定性 | 第48页 |
| 4.2.4 不同金属离子对重组AtLCD酶活性的影响 | 第48页 |
| 4.2.5 蛋白变性剂和酶抑制剂对重组AtLCD活性影响 | 第48页 |
| 4.2.6 酶的动力学参数 | 第48页 |
| 4.3 实验结果与分析 | 第48-53页 |
| 4.3.1 重组酶的活性测定 | 第48页 |
| 4.3.2 重组酶的酶学性质研究 | 第48-53页 |
| 4.4 结论与讨论 | 第53-55页 |
| 参考文献 | 第55-63页 |
| 附录 | 第63-66页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第66-67页 |
| 致谢 | 第67-68页 |
| 个人简况及联系方式 | 第68-69页 |
| 承诺书 | 第69-70页 |
