| 中文摘要 | 第6-9页 |
| ABSTRACT | 第9-12页 |
| 英汉缩略词对照表 | 第13-14页 |
| 前言 | 第14-17页 |
| 1 材料与方法 | 第17-44页 |
| 1.1 实验材料 | 第17-26页 |
| 1.1.1 细胞株 | 第17页 |
| 1.1.2 主要实验试剂及耗材 | 第17-20页 |
| 1.1.2.1 细胞培养试剂 | 第17-18页 |
| 1.1.2.2 细胞转染试剂 | 第18页 |
| 1.1.2.3 分子生物学实验试剂 | 第18-20页 |
| 1.1.2.4 其他普通试剂及耗材 | 第20页 |
| 1.1.3 所需主要实验试剂的配制 | 第20-24页 |
| 1.1.4 主要实验仪器 | 第24-26页 |
| 1.2 实验方法 | 第26-44页 |
| 1.2.1 细胞培养 | 第26-30页 |
| 1.2.1.1 人肝癌细胞的复苏 | 第26-27页 |
| 1.2.1.2 人肝癌细胞的换液 | 第27页 |
| 1.2.1.3 人肝癌细胞的传代 | 第27-28页 |
| 1.2.1.4 人肝癌细胞的计数和接种 | 第28-29页 |
| 1.2.1.5 人肝癌细胞的冻存 | 第29-30页 |
| 1.2.2 建立细胞低氧模型 | 第30页 |
| 1.2.3 人肝癌细胞株HepG2的CtBP1 siRNA(h)转染 | 第30-36页 |
| 1.2.3.1 最佳干扰浓度的筛选 | 第31-33页 |
| 1.2.3.2 人肝癌细胞株HepG2的CtBP1 siRNA(h)转染和低氧实验 | 第33-36页 |
| 1.2.4 Western blot法测低氧条件下转染后HepG2细胞CtBP1和E-cadherin的表达 | 第36-41页 |
| 1.2.4.1 HepG2细胞总蛋白的提取 | 第36页 |
| 1.2.4.2 BCA蛋白浓度的测定 | 第36-37页 |
| 1.2.4.3 样品蛋白上样体系的配制 | 第37页 |
| 1.2.4.4 SDS-PAGE凝胶的配制 | 第37-38页 |
| 1.2.4.5 SDS-PAGE凝胶电泳 | 第38-39页 |
| 1.2.4.6 蛋白质的湿转法转模 | 第39-40页 |
| 1.2.4.7 蛋白质的免疫反应 | 第40页 |
| 1.2.4.8 蛋白质的检测 | 第40-41页 |
| 1.2.5 细胞划痕实验检测低氧条件下转染后HepG2细胞的迁移运动能力 | 第41-42页 |
| 1.2.6 细胞免疫荧光染色检测低氧条件下转染后HepG2细胞的形态化 | 第42-44页 |
| 1.2.7 统计学方法 | 第44页 |
| 2 结果 | 第44-54页 |
| 2.1 CtBP1在肝癌细胞中的表达 | 第44-46页 |
| 2.2 低氧条件下HepG2细胞的迁移运动能力逐渐增强且细胞形态从上皮样多边形转变为间质样梭形 | 第46-48页 |
| 2.3 低氧作用于HepG2细胞使CtBP1表达上调而其靶蛋白上皮黏附分子E-cadherin表达下调 | 第48-49页 |
| 2.4 当CtBP1 siRNAs（h）浓度为0.06pmol/μl时干扰效率最高 | 第49-51页 |
| 2.5 敲低CtBP1抑制了低氧对HepG2细胞迁移运动能力的促进作用且抑制了低氧条件下间质样细胞形态的改变 | 第51-53页 |
| 2.6 敲低CtBP1基因部分挽救了低氧对E-cadherin表达的抑制作用 | 第53-54页 |
| 3 讨论 | 第54-57页 |
| 4 结论 | 第57-58页 |
| 参考文献 | 第58-61页 |
| 综述 | 第61-75页 |
| 参考文献 | 第67-75页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文目录 | 第75-76页 |
| 致谢 | 第76-77页 |
