| 摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-10页 |
| 英文缩略语 | 第11-18页 |
| 第一部分 ：NEAT1_2在PTC组织及配对癌旁组织中的表达及其对PTC细胞的生物学功能的影响 | 第18-38页 |
| 1 前言 | 第18-20页 |
| 2 材料与方法 | 第20-29页 |
| 2.1 材料 | 第20-23页 |
| 2.1.1 组织标本 | 第20页 |
| 2.1.2 细胞系 | 第20页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第20-22页 |
| 2.1.4 主要仪器 | 第22-23页 |
| 2.2 方法 | 第23-28页 |
| 2.2.1 PTC组织及癌旁组织总RNA提取及反转录 | 第23-24页 |
| 2.2.2 RealtimePCR | 第24页 |
| 2.2.3 细胞培养 | 第24页 |
| 2.2.4 CCK-8实验 | 第24页 |
| 2.2.5 Transwell实验 | 第24-25页 |
| 2.2.6 细胞划痕实验 | 第25页 |
| 2.2.7 流式细胞检测 | 第25-26页 |
| 2.2.8 提取PTC细胞总蛋白 | 第26页 |
| 2.2.9 蛋白浓度定量(BCA法) | 第26页 |
| 2.2.10 蛋白免疫印迹(Westernblot) | 第26-27页 |
| 2.2.11 蛋白免疫印迹相关的液体配置 | 第27-28页 |
| 2.3 统计学分析 | 第28-29页 |
| 3 实验结果 | 第29-35页 |
| 3.1 NEAT1_2在PTC组织及癌旁组织中的表达 | 第29页 |
| 3.2 NEAT1_2在PTC细胞系及正常甲状腺细胞系中的表达 | 第29-30页 |
| 3.3 NEAT1_2在PTC组织中的表达与临床病理资料的关系 | 第30页 |
| 3.4 使用siRNA下调NEAT1_2的干扰效率情况 | 第30-31页 |
| 3.5 下调NEAT1_2对细胞活性的影响 | 第31页 |
| 3.6 下调NEAT1_2对细胞凋亡水平及凋亡相关蛋白的影响 | 第31-32页 |
| 3.7 下调NEAT1_2对细胞迁移、侵袭和迁移、侵袭相关蛋白的影响 | 第32-35页 |
| 4 讨论 | 第35-37页 |
| 5 结论 | 第37-38页 |
| 第二部分 ：NEAT1_2通过调控ATAD2的表达发挥抗凋亡和促进肿瘤侵袭转移的作用 | 第38-61页 |
| 1 前言 | 第38-39页 |
| 2 材料与方法 | 第39-49页 |
| 2.1 材料 | 第39-42页 |
| 2.1.1 组织标本 | 第39页 |
| 2.1.2 细胞系 | 第39页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第39-41页 |
| 2.1.4 主要仪器 | 第41-42页 |
| 2.2 方法 | 第42-47页 |
| 2.2.1 PTC组织及癌旁RNA提取及反转录 | 第42页 |
| 2.2.2 RealtimePCR | 第42-43页 |
| 2.2.3 细胞培养 | 第43页 |
| 2.2.4 CCK-8实验 | 第43页 |
| 2.2.5 Transwell实验 | 第43-44页 |
| 2.2.6 细胞划痕实验 | 第44页 |
| 2.2.7 流式细胞检测 | 第44页 |
| 2.2.8 提取PTC细胞总蛋白 | 第44-45页 |
| 2.2.9 蛋白浓度定量(BCA法) | 第45页 |
| 2.2.10 蛋白免疫印迹(Westernblot) | 第45页 |
| 2.2.11 蛋白免疫印迹相关的液体配置 | 第45-47页 |
| 2.2.12 质粒转染 | 第47页 |
| 2.2.13 筛选稳定转染细胞株 | 第47页 |
| 2.3 统计学分析 | 第47-49页 |
| 3 结果 | 第49-58页 |
| 3.1 下调NEAT1_2的表达对ATAD2mRNA表达水平的影响 | 第49页 |
| 3.2 下调NEAT1_2的表达对ATAD2蛋白表达水平的影响 | 第49-50页 |
| 3.3 ATAD2在PTC组织及癌旁组织中的表达 | 第50页 |
| 3.4 ATAD2的表达与临床病理资料的关系 | 第50-51页 |
| 3.5 使用si-RNA下调ATAD2的表达干扰效率检测 | 第51-52页 |
| 3.6 下调ATAD2对PTC细胞生长的影响 | 第52页 |
| 3.7 下调ATAD2对细胞凋亡水平的影响 | 第52-53页 |
| 3.8 下调ATAD2对细胞迁移和侵袭的影响 | 第53-54页 |
| 3.9 共转染si-NEAT1_2和过表达ATAD2质粒对ATAD2蛋白表达的影响 | 第54-55页 |
| 3.10 共转染si-NEAT1_2和过表达ATAD2质粒对PTC细胞生长的影响 | 第55页 |
| 3.11 共转染si-NEAT1_2和过表达ATAD2质粒对PTC细胞凋亡的影响 | 第55-56页 |
| 3.12 共转染si-NEAT1_2和过表达ATAD2质粒对PTC细胞迁移和侵袭的影响 | 第56-58页 |
| 4 讨论 | 第58-60页 |
| 5 结论 | 第60-61页 |
| 第三部分 NEAT1_2通过竞争性结合miRNA-106b-5p调控ATAD2的表达 | 第61-79页 |
| 1 前言 | 第61-62页 |
| 2 材料与方法 | 第62-71页 |
| 2.1 材料 | 第62-65页 |
| 2.1.1 组织标本 | 第62页 |
| 2.1.2 细胞系 | 第62页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第62-64页 |
| 2.1.4 主要仪器 | 第64-65页 |
| 2.2 方法 | 第65-70页 |
| 2.2.1 PTC组织及癌旁RNA提取及反转录 | 第65页 |
| 2.2.2 RealtimePCR | 第65-66页 |
| 2.2.3 细胞培养 | 第66页 |
| 2.2.4 提取PTC细胞总蛋白 | 第66页 |
| 2.2.5 蛋白浓度定量(BCA法) | 第66-67页 |
| 2.2.6 蛋白免疫印迹(Westernblot) | 第67页 |
| 2.2.7 蛋白免疫印迹相关的液体配置 | 第67-68页 |
| 2.2.8 双荧光素酶报告基因方法(检测miR-106b-5p是否与NEAT1_2或ATAD2直接结合) | 第68-69页 |
| 2.2.9 双荧光素酶报告基因方法(NEAT1_2是否通竞争性结合miR-106b-5p调控ATAD2的表达) | 第69-70页 |
| 2.3 统计学分析 | 第70-71页 |
| 3 结果 | 第71-76页 |
| 3.1 生物信息学软件预测NEAT1_2和ATAD2之间的miRNAs | 第71-72页 |
| 3.2 筛选与NEAT1_2相结合的miRNAs | 第72页 |
| 3.3 筛选调控ATAD2的miRNA | 第72-73页 |
| 3.4 miR-106b-5p在PTC组织中的表达及其与NEAT1表达的相关性 | 第73-74页 |
| 3.5 萤光素酶报告基因验证NEAT1_2与miR-106b-5p直接结合 | 第74页 |
| 3.6 萤光素酶报告基因验证ATAD23’UTR与miR-106b-5p直接结合 | 第74-75页 |
| 3.7 萤光素酶报告基因验证NEAT1_2能通过竞争性结合miR-106b-5p调控ATAD2的表达 | 第75-76页 |
| 4 讨论 | 第76-78页 |
| 5 结论 | 第78-79页 |
| 本研究创新性的自我评价 | 第79-80页 |
| 参考文献 | 第80-85页 |
| 综述 | 第85-97页 |
| 参考文献 | 第90-97页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第97-98页 |
| 致谢 | 第98-99页 |
| 个人简历 | 第99页 |
