| 摘要 | 第4-6页 |
| Summary | 第6-7页 |
| 第一部分 文献综述 | 第12-30页 |
| 1 MiRNA的研究进展 | 第12-18页 |
| 1.1 MiRNA的发现 | 第12-13页 |
| 1.2 MiRNA家族及其命名 | 第13页 |
| 1.3 动物体miRNA的生物加工过程 | 第13-18页 |
| 1.3.1 MiRNA的转录 | 第13-14页 |
| 1.3.2 细胞核内miRNA的加工过程 | 第14-16页 |
| 1.3.3 细胞质中miRNA的加工过程 | 第16-17页 |
| 1.3.4 RNA诱导的沉默复合体的形成 | 第17-18页 |
| 1.3.5 非经典的miRNA生成途径 | 第18页 |
| 1.4 MiRNA的作用机制及其功能 | 第18页 |
| 2 MiRNA突变对其功能的影响 | 第18-21页 |
| 2.1 MiRNA突变对其加工过程及靶基因选择的影响 | 第19-20页 |
| 2.2 MiRNA突变引起诸多人类疾病 | 第20-21页 |
| 3 MiR-15b的研究进展 | 第21-25页 |
| 3.1 MiR-15a/b家族简介 | 第21页 |
| 3.2 MiR-15b的功能 | 第21-25页 |
| 3.2.1 MiR-15b对细胞的增殖、分化和凋亡的调控 | 第21-23页 |
| 3.2.2 MiR-15b对细胞新陈代谢的调节 | 第23页 |
| 3.2.3 MiR-15b在免疫细胞中的功能 | 第23-25页 |
| 4 MiRNA的反转录与实时荧光定量PCR | 第25-29页 |
| 4.1 MiRNA成熟体的反转录与qPCR | 第25-28页 |
| 4.2 MiRNA前体的qPCR | 第28-29页 |
| 5 本研究的目的及意义 | 第29-30页 |
| 第二部分 试验部分 | 第30-65页 |
| 第一章 材料与方法 | 第30-49页 |
| 1 试验材料 | 第30-33页 |
| 1.1 试验动物 | 第30页 |
| 1.2 样品采集 | 第30页 |
| 1.3 细胞系及质粒来源 | 第30-31页 |
| 1.4 主要仪器设备 | 第31页 |
| 1.5 主要试剂 | 第31-32页 |
| 1.6 主要溶液及其配制 | 第32-33页 |
| 2 试验方法 | 第33-49页 |
| 2.1 基因组DNA的提取及检测 | 第33-34页 |
| 2.1.1 基因组DNA的提取 | 第33-34页 |
| 2.1.2 基因组DNA的琼脂糖凝胶电泳检测 | 第34页 |
| 2.1.3 基因组DNA的分光光度计检测 | 第34页 |
| 2.2 基因多态性分析 | 第34-35页 |
| 2.2.1 引物设计 | 第34页 |
| 2.2.2 PCR反应体系及扩增程序 | 第34-35页 |
| 2.2.3 PCR产物的琼脂糖凝胶电泳检测 | 第35页 |
| 2.2.4 PCR产物的测序 | 第35页 |
| 2.3 Pre-miR-15b二级结构及其自由能预测 | 第35-36页 |
| 2.4 MiRNA表达载体的构建 | 第36-42页 |
| 2.4.1 目的片段的获得 | 第36-37页 |
| 2.4.2 重组T载体的构建 | 第37-39页 |
| 2.4.3 Pre-miR-15b重组质粒的构建 | 第39-42页 |
| 2.5 细胞培养及转染 | 第42-44页 |
| 2.5.1 细胞复苏 | 第42-43页 |
| 2.5.2 细胞传代 | 第43页 |
| 2.5.3 转染 | 第43-44页 |
| 2.6 细胞、组织与血液RNA的提取 | 第44-46页 |
| 2.6.1 细胞、组织RNA的提取 | 第44-45页 |
| 2.6.2 血液RNA的提取 | 第45-46页 |
| 2.7 MiRNA的反转录与实时荧光定量PCR | 第46-48页 |
| 2.7.1 MiRNA的反转录 | 第46页 |
| 2.7.2 MiRNA及其前体的qPCR | 第46-48页 |
| 2.8 数据处理方法 | 第48-49页 |
| 2.8.1 群体遗传分析 | 第48页 |
| 2.8.2 荧光定量PCR数据处理 | 第48-49页 |
| 第二章 结果与分析 | 第49-65页 |
| 1 基因组DNA提取结果 | 第49页 |
| 2 基因多态性分析结果 | 第49-51页 |
| 2.1 Pre-miR-15b的PCR扩增结果 | 第49-50页 |
| 2.2 PCR产物的测序结果 | 第50页 |
| 2.3 基因型和等位基因频率及分布 | 第50-51页 |
| 3 突变前后pre-miR-15b二级结构及其自由能预测结果 | 第51-53页 |
| 4 +58C>T突变对miR-15b表达影响的体外验证试验结果 | 第53-61页 |
| 4.1 MiRNA重表达组质粒的获得 | 第53-54页 |
| 4.1.1 Pre-miR-15b片段的PCR扩增结果 | 第53页 |
| 4.1.2 目的片段的T载体克隆结果 | 第53-54页 |
| 4.2 MiRNA重组表达载体的获得 | 第54-56页 |
| 4.2.1 双酶切获得目的片段及表达载体片段 | 第54-55页 |
| 4.2.2 MiRNA重组质粒的双酶切检测结果 | 第55-56页 |
| 4.3 MiRNA表达载体的转染及细胞RNA提取结果 | 第56-57页 |
| 4.4 qPCR及miRNA表达量分析结果 | 第57-61页 |
| 4.4.1 miR-15b-5p及miR-15b-3p的相对表达量分析结果 | 第57-58页 |
| 4.4.2 miR-15b前体的相对表达量分析结果 | 第58-59页 |
| 4.4.3 MiR-15b-5p与miR-15b-3p相对表达量的比值分析结果 | 第59-60页 |
| 4.4.4 MiR-16的相对表达量分析结果 | 第60-61页 |
| 5 +58C>T突变对miR-15b表达影响的体内验证实验结果 | 第61-63页 |
| 5.1 新生小猪的基因分型及血液RNA的提取结果 | 第61-62页 |
| 5.2 血液中miR-15b-5p/3p的相对表达量检测结果 | 第62-63页 |
| 6 猪miR-15b不同组织表达差异性分析结果 | 第63-65页 |
| 6.1 猪不同组织RNA提取结果 | 第63页 |
| 6.2 MiR-15b不同组织表达差异性分析结果 | 第63-65页 |
| 第三部分 讨论 | 第65-71页 |
| 1 关于试验方法的讨论 | 第65页 |
| 2 猪miR-15b基因的群体多态性及群体遗传学分析 | 第65-67页 |
| 3 Pre-miR-15bW/M二级结构及其自由能分析 | 第67页 |
| 4 +58C>T突变对pre-miR-15b的表达的影响 | 第67-70页 |
| 5 MiR-15b-5p不同组织表达差异性分析 | 第70-71页 |
| 第四部分 结论 | 第71-72页 |
| 参考文献 | 第72-84页 |
| 致谢 | 第84-85页 |
| 作者简介 | 第85-86页 |
| 导师简介 | 第86-87页 |
