| 中文摘要 | 第1-12页 |
| 英文摘要 | 第12-27页 |
| 第一章 前言 | 第27-48页 |
| 1 课题背景 | 第27-31页 |
| 2 山苍子油抗菌作用的发现与研究 | 第31-35页 |
| ·山苍子油药效研究 | 第31-33页 |
| ·山苍子油的作用机理研究概况 | 第33-34页 |
| ·山苍子油中主要成份柠檬醛抗菌机理研究的现状 | 第34-35页 |
| 3 实验着眼点 | 第35-39页 |
| 4 本项目研究中所采用的方法 | 第39-45页 |
| ·显微多道分光光度法对单个活态细胞进行光度分析 | 第39-40页 |
| ·快速显微图象分析法对单个活态细胞实施多参数动态监测 | 第40-41页 |
| ·彗星电泳检测DNA分子损伤 | 第41-42页 |
| ·瑞利光散射技术研究柠檬醛对黄曲霉细胞内大分子拥挤环境的影响 | 第42-45页 |
| 5 本项研究的特色 | 第45-48页 |
| ·建立抗菌中草药有效成份筛选及其抗菌机理研究的多技术融合的开放式平台 | 第46页 |
| ·将对药效的离体表观分析转向对胞内大分子拥挤环境的影响，把中药作用机理研究推进到亚细胞—分子水平 | 第46页 |
| ·对中药靶部位的研究在准确度和作用效果快速直观评价二方面拓宽了思路 | 第46-47页 |
| ·多方位揭示药物作用剂量-绩效规律 | 第47-48页 |
| 第二章 山苍子油及主要成份柠檬醛抗菌作用的验证研究 | 第48-62页 |
| 1 材料与方法 | 第49-52页 |
| 2 结果 | 第52-60页 |
| ·山苍子油抗菌最佳浓度为3.5mg／L | 第52页 |
| ·山苍子油抗菌效果优于国内外同类抗菌剂 | 第52-53页 |
| ·山苍子油抗菌效果优于同类香精油 | 第53-54页 |
| ·安徽黄山产山苍子油的化学组成 | 第54-56页 |
| ·不同产地山苍子油主要化学成分百分含量比较 | 第56-57页 |
| ·山苍子油中起抗菌作用的主要成份是柠檬醛 | 第57页 |
| ·柠檬醛抗黄曲霉生长的最低抑菌浓度(MIC)和致死浓度(LD) | 第57-58页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉孢子囊形成的影响 | 第58-59页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉孢子萌发率的影响 | 第59-60页 |
| 3 讨论 | 第60-62页 |
| ·供试物对药物的敏感性 | 第60页 |
| ·柠檬醛所抗真菌的种类 | 第60页 |
| ·山苍子油开发问题的研究 | 第60-61页 |
| ·山苍子油抗菌的主要成份是柠檬醛 | 第61-62页 |
| 第三章 山苍子油对动物的安全性试验 | 第62-71页 |
| 1 材料与方法 | 第63-65页 |
| 2 结果 | 第65-69页 |
| ·急性毒性试验动物死亡数及LD_(50)值均在安全系数范围之内 | 第65-66页 |
| ·亚急性毒性试验动物无死亡和病理改变且LD_(50)值均在安全系数范围 | 第66页 |
| ·山苍子油对动物皮肤刺激的影响 | 第66-67页 |
| ·精母细胞DNA畸变与微核突变 | 第67-68页 |
| ·对标准测试菌和Ames试验无明显诱变活性 | 第68页 |
| ·SOS／Umu原位测试空气染毒试验结果呈阴性 | 第68-69页 |
| 3 讨论 | 第69-71页 |
| ·对动物毒性试验的安全性 | 第69页 |
| ·对皮肤组织的影响 | 第69-70页 |
| ·山苍子油未引起染色体畸变 | 第70页 |
| ·山苍子油致微核突变效应微弱 | 第70-71页 |
| 第四章 柠檬醛对黄曲霉细胞膜物理性状的影响 | 第71-88页 |
| 1 材料与方法 | 第72-76页 |
| 2 结果 | 第76-83页 |
| ·AFS光晕变化 | 第77页 |
| ·柠檬醛改变黄曲霉细胞膜的力学参数 | 第77-79页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞表面的损伤 | 第79-80页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞壁和细胞膜的损伤 | 第80-81页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞膜生物学功能的影响 | 第81-83页 |
| 3 讨论 | 第83-88页 |
| ·仪器对显微样品分析的准确性 | 第83-84页 |
| ·选择通透性破坏与柠檬醛损伤黄曲霉细胞的胞外糖萼和脂质双分子层-膜蛋白二层结构有关 | 第84页 |
| ·细胞膜重要物理参数的变化 | 第84页 |
| ·黄曲霉细胞的粘附力取决于μ | 第84-85页 |
| ·黄曲霉细胞膜的波动取决于ε | 第85页 |
| ·柠檬醛改变细胞膜选择性通透性 | 第85-88页 |
| 第五章 显微多道分光光度法研究柠檬醛对黄曲霉细胞光吸收的影响 | 第88-98页 |
| 1 原理和方法 | 第89-91页 |
| ·实验装置和原理 | 第89-90页 |
| ·材料和试剂 | 第90页 |
| ·方法 | 第90-91页 |
| 2 结果 | 第91-95页 |
| ·黄曲霉受柠檬醛损伤后细胞形态变化显著 | 第91页 |
| ·柠檬醛胁迫下活态黄曲霉细胞吸收光谱的实时在位测定 | 第91-92页 |
| ·不同波长范围内吸光度积分值的测量 | 第92-93页 |
| ·细胞全吸光强度与柠檬醛损伤浓度相关 | 第93-94页 |
| ·柠檬醛浓度与黄曲霉特征吸收峰相关 | 第94-95页 |
| 3 讨论 | 第95-98页 |
| ·显微分光光度法对显微样品分析能力的评估 | 第95-96页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞电导率的影响 | 第96页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞形态特征影响明显 | 第96页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉细胞吸光度的改变 | 第96-98页 |
| 第六章 柠檬醛对线粒体的损伤及氧化还原系统的影响 | 第98-110页 |
| 1 材料与方法 | 第99-102页 |
| 2 结果 | 第102-106页 |
| ·电镜下受柠檬醛损伤的黄曲霉细胞内线粒体形态呈不规则变化 | 第102-104页 |
| ·柠檬醛降低脱氢酶(SDH，MDH)活性 | 第104-105页 |
| ·柠檬醛抑制黄曲霉线粒体呼吸 | 第105-106页 |
| 3 讨论 | 第106-110页 |
| ·两种顺反异构型柠檬醛的抗菌性 | 第106-107页 |
| ·柠檬醛能改变线粒体的形态和数量 | 第107页 |
| ·线粒体呼吸功能的减弱是其结构损伤的结果 | 第107-108页 |
| ·柠檬醛干扰了高度有序的三羧酸循环 | 第108页 |
| ·苹果酸脱氢酶(NADP~+型)活性的降低影响生物合成 | 第108-110页 |
| 第七章 彗星电泳定量分析柠檬醛对黄曲霉DNA的损伤 | 第110-123页 |
| 1 材料与方法 | 第111-116页 |
| 2 结果 | 第116-119页 |
| ·受损黄曲霉的单细胞凝胶电泳 | 第116页 |
| ·黄曲霉核DNA损伤的定量测定 | 第116-118页 |
| ·彗星DNA含量积分曲线反映DNA损伤程度及片段大小 | 第118-119页 |
| ·黄曲霉细胞核的损伤源自柠檬醛 | 第119页 |
| 3 讨论 | 第119-123页 |
| ·IMI1.0图像分析系统的性能 | 第119-120页 |
| ·选取适当彗星分析指标的必要性 | 第120-121页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉核DNA的损伤 | 第121页 |
| ·核DNA损伤可能与线粒体异常相关 | 第121-123页 |
| 第八章 柠檬醛对黄曲霉细胞内拥挤环境的影响 | 第123-139页 |
| 1 材料与方法 | 第124-128页 |
| 2 结果 | 第128-135页 |
| ·紫外光吸收值发生显著变化 | 第128页 |
| ·柠檬醛引发黄曲霉细胞内产生自由基 | 第128-130页 |
| ·柠檬醛引起细胞内细胞器呈集聚性区域分布 | 第130-132页 |
| ·柠檬醛显著改变细胞大分子缔合态 | 第132-134页 |
| ·柠檬醛直接抑制黄曲霉对黄曲霉毒素的合成 | 第134-135页 |
| 3 讨论 | 第135-139页 |
| ·柠檬醛显著改变黄曲霉对紫外光的吸收值 | 第135页 |
| ·柠檬醛诱发黄曲霉细胞内产生脂质过氧化物自由基 | 第135-136页 |
| ·线粒体的损伤导致呼吸链的中断，产生电子漏最终产生氧自由基 | 第136-137页 |
| ·柠檬醛改变细胞内大分子拥挤环境 | 第137-138页 |
| ·柠檬醛对黄曲霉毒素合成的影响 | 第138-139页 |
| 第九章 总讨论 | 第139-147页 |
| 第十章 结论与展望 | 第147-149页 |
| 参考文献 | 第149-164页 |
| 读博士期间发表的论文 | 第164-165页 |
| 致谢 | 第165页 |
