| 缩略词表 | 第6-7页 |
| 中文摘要 | 第7-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 前言 | 第10-14页 |
| 材料与方法 | 第14-24页 |
| 1. 材料 | 第14-16页 |
| 1.1 菌株与细胞株 | 第14页 |
| 1.2 质粒 | 第14页 |
| 1.3 常用分子生物学试剂盒 | 第14页 |
| 1.4 其它分子生物学试剂和化学试剂 | 第14-15页 |
| 1.5 细胞培养试剂 | 第15页 |
| 1.6 其它分子生物学试剂和化学试剂 | 第15页 |
| 1.7 抗体 | 第15-16页 |
| 1.8 主要实验仪器 | 第16页 |
| 2. 方法 | 第16-24页 |
| 2.1 重组质粒构建与鉴定 | 第16-17页 |
| 2.2 哺乳动物细胞的转染 | 第17页 |
| 2.3 实时荧光定量(Real-time)RT-PCR | 第17-18页 |
| 2.4 实时荧光定量(Real-time)RT-PCR(miRNA) | 第18-19页 |
| 2.5 蛋白免疫印迹检测 | 第19页 |
| 2.6 转录激活活性测定 | 第19页 |
| 2.7 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第19-20页 |
| 2.8 慢病毒包装 | 第20页 |
| 2.9 哺乳动物细胞稳定克隆的制备 | 第20页 |
| 2.10 细胞生长分析 | 第20-21页 |
| 2.11 软琼脂试验 | 第21页 |
| 2.12 克隆形成试验 | 第21页 |
| 2.13 细胞invasion试验 | 第21页 |
| 2.14 流式细胞周期检测 | 第21-22页 |
| 2.15 裸鼠原位成瘤试验 | 第22页 |
| 2.16 动物转移模型 | 第22页 |
| 2.17 免疫组织化学 | 第22-23页 |
| 2.18 统计分析 | 第23-24页 |
| 结果 | 第24-44页 |
| 1 miR-125a在宫颈癌中表达 | 第24页 |
| 2 miR-125a表达与宫颈癌临床资料间的关系 | 第24-25页 |
| 3 miR-125a表达水平与患者生存时间的关系 | 第25-26页 |
| 4 miR-125a在宫颈癌细胞系中的表达鉴定 | 第26-27页 |
| 5 miR-125a靶基因的筛选 | 第27-29页 |
| 6 miR-125a对宫颈癌生长的影响 | 第29-31页 |
| 7 MiR-125a抑制宫颈癌细胞生长的机制 | 第31-34页 |
| 7.1 MiR-125a对细胞周期的影响 | 第31-33页 |
| 7.2 MiR-125a调控细胞周期蛋白及原癌基因C-myc | 第33-34页 |
| 8 MiR-125a对宫颈癌转移能力的影响 | 第34-35页 |
| 9 MiR-125a抑制宫颈癌细胞转移的机制 | 第35-37页 |
| 10 STAT3在miR-125a调控宫颈癌生长转移中发挥重要作用 | 第37-38页 |
| 11 宫颈癌中miR-125a表达下降的机制 | 第38-40页 |
| 12 动物模型中验证miR-125a的功能 | 第40-41页 |
| 13 STAT3在宫颈癌组织中的表达及与miR-125a的关系 | 第41-44页 |
| 13.1 STAT3在宫颈癌组织中的表达 | 第41-42页 |
| 13.2 STAT3表达与宫颈癌患者生存之间的关系 | 第42-43页 |
| 13.3 STAT3与miR-125a在宫颈癌组织中相关性分析 | 第43-44页 |
| 讨论 | 第44-46页 |
| 结论 | 第46-47页 |
| 参考文献 | 第47-52页 |
| 文献综述 | 第52-63页 |
| 参考文献 | 第57-63页 |
| 发表文章 | 第63-65页 |
| 致谢 | 第65页 |
