| 摘要 | 第4-8页 |
| ABSTRACT | 第8-12页 |
| 缩略词表 | 第16-18页 |
| 第一章 绪论 | 第18-39页 |
| 1. 间充质干细胞简介 | 第18页 |
| 2. 间充质干细胞的免疫调节功能 | 第18-23页 |
| 2.1 MSCs对不同免疫细胞的调节作用 | 第19-20页 |
| 2.1.1 MSCs对T细胞的调节 | 第19页 |
| 2.1.2 MSCs对巨噬细胞的调节 | 第19-20页 |
| 2.1.3 MSCs对其它免疫细胞的调节 | 第20页 |
| 2.2 MSCs免疫调节功能相关的旁分泌物质 | 第20-21页 |
| 2.3 MSCs免疫调节功能的可塑性 | 第21-23页 |
| 3. 外泌体简介 | 第23-25页 |
| 3.1 外泌体的提取方法 | 第24-25页 |
| 3.2 外泌体的鉴定 | 第25页 |
| 4. 间充质干细胞来源外泌体的研究进展 | 第25-28页 |
| 4.1 MSCs来源外泌体在治疗组织损伤中的作用 | 第26页 |
| 4.2 MSCs来源外泌体在治疗炎症及免疫性疾病中的作用 | 第26-27页 |
| 4.3 MSCs来源外泌体在治疗心血管疾病中的作用 | 第27页 |
| 4.4 MSCs来源外泌体在治疗神经系统疾病中的作用 | 第27页 |
| 4.5 MSCs来源外泌体在肿瘤中的作用 | 第27-28页 |
| 5. 参考文献 | 第28-39页 |
| 第二章 IL-1β预处理可增强MSCs的免疫抑制功能 | 第39-72页 |
| 1. 前言 | 第39-40页 |
| 2. 实验材料和方法 | 第40-51页 |
| 2.1 实验材料 | 第40-42页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第40页 |
| 2.1.2 实验仪器 | 第40-41页 |
| 2.1.3 实验试剂 | 第41-42页 |
| 2.2 实验方法 | 第42-51页 |
| 2.2.1 人脐带间充质干细胞(MSCs)的分离培养和扩增 | 第42-43页 |
| 2.2.2 MSCs表型鉴定、成骨及成脂分化 | 第43-44页 |
| 2.2.3 MSCs活力、周期、凋亡检测 | 第44页 |
| 2.2.4 小鼠脾脏总T细胞获取 | 第44-45页 |
| 2.2.5 小鼠骨髓巨噬细胞诱导 | 第45页 |
| 2.2.6 MSCs与T细胞共培,T细胞增殖及活化的检测 | 第45-46页 |
| 2.2.7 MSCs与巨噬细胞共培 | 第46页 |
| 2.2.8 总RNA提取和qRT-PCR | 第46-48页 |
| 2.2.9 Western blot检测M1和M2的蛋白水平 | 第48页 |
| 2.2.10 ELISA检测细胞上清和血清中的细胞因子 | 第48页 |
| 2.2.11 小鼠盲肠结扎穿刺诱导脓毒症模型 | 第48-49页 |
| 2.2.12 血清生化指标检测 | 第49页 |
| 2.2.13 血液及腹腔灌洗液细菌培养计数 | 第49-50页 |
| 2.2.14 肝和肺组织细胞流式检测 | 第50页 |
| 2.2.1 小鼠生存率实验 | 第50-51页 |
| 2.2.16 小鼠肝肺组织HE染色 | 第51页 |
| 2.2.17 数据统计分析 | 第51页 |
| 3. 实验结果与分析 | 第51-65页 |
| 3.1 IL-1β对MSCs功能相关因子的影响 | 第51-53页 |
| 3.2 IL-1β对MSCs基本特征的影响 | 第53-56页 |
| 3.3 IL-1β预处理增强MSCs对T细胞的抑制作用 | 第56-57页 |
| 3.4 IL-1β预处理增强MSCs对巨噬细胞极化的影响 | 第57-60页 |
| 3.5 IL-1β预处理的MSCs更有效地增加脓毒症小鼠的存活率 | 第60-61页 |
| 3.6 IL-1β预处理的MSCs更有效地缓解全身炎症反应 | 第61-62页 |
| 3.7 IL-1β预处理的MSCs更有效地清除腹腔及血液中的细菌 | 第62页 |
| 3.8 IL-1β预处理的MSCs更有效地改善急性肝和肺组织损伤 | 第62-63页 |
| 3.9 IL-β预处理的MSCs对肺和肝组织内巨噬细胞的影响 | 第63-65页 |
| 4. 讨论 | 第65-67页 |
| 5. 参考文献 | 第67-72页 |
| 第三章 外泌体是βMSCs发挥免疫抑制功能的重要载体 | 第72-92页 |
| 1. 前言 | 第72-73页 |
| 2. 实验材料和方法 | 第73-78页 |
| 2.1 实验材料 | 第73-74页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第73页 |
| 2.1.2 实验仪器 | 第73页 |
| 2.1.3 实验试剂 | 第73-74页 |
| 2.2 实验方法 | 第74-78页 |
| 2.2.1 GW4869处理的MSCs上清与T细胞共培 | 第74页 |
| 2.2.2 GW4869处理的MSCs与巨噬细胞共培 | 第74-75页 |
| 2.2.3 外泌体提取 | 第75页 |
| 2.2.4 外泌体蛋白浓度测定 | 第75-76页 |
| 2.2.5 外泌体标志性蛋白检测 | 第76页 |
| 2.2.6 外泌体透射电镜检测 | 第76页 |
| 2.2.7 外泌体粒径检测 | 第76页 |
| 2.2.8 外泌体荧光标记 | 第76-77页 |
| 2.2.9 外泌体治疗小鼠脓毒症实验 | 第77页 |
| 2.2.10 免疫荧光法观察外泌体与巨噬细胞共定位 | 第77页 |
| 2.2.11 数据统计分析 | 第77-78页 |
| 3. 实验结果与分析 | 第78-86页 |
| 3.1 GW4869对MSCs抑制T细胞活化的影响 | 第78-79页 |
| 3.2 GW4869对MSCs调控巨噬细胞极化的影响 | 第79-80页 |
| 3.3 外泌体的提取与鉴定 | 第80-81页 |
| 3.4 βMSCs来源的外泌体抑制T细胞活化 | 第81-82页 |
| 3.5 βMSCs来源的外泌体促进巨噬细胞向M2型极化 | 第82-84页 |
| 3.6 βMSCs来源的外泌体有效改善脓毒症小鼠的生存率 | 第84-86页 |
| 4. 讨论 | 第86-88页 |
| 5. 参考文献 | 第88-92页 |
| 第四章 miR-146a是βMSCs外泌体发挥免疫抑制功能的关键分子 | 第92-113页 |
| 1. 前言 | 第92-93页 |
| 2. 实验材料和方法 | 第93-98页 |
| 2.1 实验材料 | 第93-94页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第93页 |
| 2.1.2 实验仪器 | 第93-94页 |
| 2.1.3 实验试剂 | 第94页 |
| 2.2 实验方法 | 第94-98页 |
| 2.2.1 microRNA转染 | 第94页 |
| 2.2.2 miR-146a低表达的βMSCs外泌体提取 | 第94-95页 |
| 2.2.3 外泌体RNA的提取 | 第95页 |
| 2.2.4 QRT-PCR检测细胞或外泌体中miRNAs的水平 | 第95-96页 |
| 2.2.5 BMDMs中miR-146a靶基因的mRNA及蛋白水平检测 | 第96-97页 |
| 2.2.6 miR-146a修饰的MSCs治疗小鼠脓毒症实验 | 第97页 |
| 2.2.7 外泌体治疗小鼠脓毒症实验 | 第97-98页 |
| 2.2.8 数据统计分析 | 第98页 |
| 3. 实验结果与分析 | 第98-104页 |
| 3.1 miR-146a参与βMSCs对巨噬细胞极化的调控 | 第98-100页 |
| 3.2 miR-146a对βMSCs改善脓毒症小鼠生存率的影响 | 第100-101页 |
| 3.3 βMSCs来源的外泌体中miR-146a水平显著增加 | 第101页 |
| 3.4 miR-146a通过外泌体转移至巨噬细胞并调控其极化 | 第101-104页 |
| 3.5 miR-146a对βMSCs来源外泌体改善脓毒症小鼠生存率的影响 | 第104页 |
| 4. 讨论 | 第104-108页 |
| 5. 参考文献 | 第108-113页 |
| 结论 | 第113-114页 |
| 博士研究生期间发表及待发表论文 | 第114-116页 |
| 致谢 | 第116-117页 |
