| 摘要 | 第4-6页 |
| ABSTRACT | 第6-7页 |
| 缩略词 | 第18-20页 |
| 1 绪论 | 第20-39页 |
| 1.1 关节软骨的结构、功能 | 第20-26页 |
| 1.1.1 关节软骨Col的结构和功能 | 第20-24页 |
| 1.1.2 关节软骨蛋白多糖的结构和功能 | 第24-25页 |
| 1.1.3 关节液的成分及功能 | 第25-26页 |
| 1.2 骨关节炎病理变化 | 第26-29页 |
| 1.2.1 关节软骨 | 第26-27页 |
| 1.2.2 软骨下骨 | 第27页 |
| 1.2.3 滑膜 | 第27-28页 |
| 1.2.4 半月板 | 第28-29页 |
| 1.3 生物学因子在骨关节炎中的作用 | 第29-33页 |
| 1.3.1 MMPs在OA中的作用 | 第29-30页 |
| 1.3.2 细胞因子在OA中的作用 | 第30-33页 |
| 1.4 细胞信号通路在OA中的作用 | 第33-37页 |
| 1.4.1 Wnt/β-catenin信号通路在OA中的作用 | 第33-34页 |
| 1.4.2 NF-κB信号通路在OA中的作用 | 第34-35页 |
| 1.4.3 MAPK信号通路在OA中的作用 | 第35-37页 |
| 1.5 OA的治疗 | 第37页 |
| 1.6 β-受体阻滞剂的作用功能 | 第37-38页 |
| 1.7 本研究选题依据及研究内容 | 第38-39页 |
| 1.7.1 选题依据 | 第38页 |
| 1.7.2 研究内容 | 第38-39页 |
| 2 骨关节炎的生物学因素与其严重程度的相关性研究 | 第39-53页 |
| 2.1 引言 | 第39页 |
| 2.2 材料与方法 | 第39-40页 |
| 2.2.1 仪器与试剂 | 第39-40页 |
| 2.2.2 实验对象 | 第40页 |
| 2.3 实验方法 | 第40-42页 |
| 2.3.1 样本收集 | 第40页 |
| 2.3.2 评估体系 | 第40-41页 |
| 2.3.3 ELISA实验步骤 | 第41-42页 |
| 2.3.4 统计分析 | 第42页 |
| 2.4 实验结果与分析 | 第42-50页 |
| 2.4.1 基线特征 | 第42-43页 |
| 2.4.2 Omentin-1的浓度变化与WOMAC评分的关联 | 第43-46页 |
| 2.4.3 IL-17的浓度变化与WOMAC评分的关联 | 第46-48页 |
| 2.4.4 MMP-3的浓度变化与WOMAC评分的关联 | 第48-50页 |
| 2.5 讨论 | 第50-52页 |
| 2.6 本章小结 | 第52-53页 |
| 3 Carvedilol抑制COL Ⅱ和蛋白聚糖降解及其分子机制 | 第53-66页 |
| 3.1 引言 | 第53页 |
| 3.2 仪器与试剂 | 第53-56页 |
| 3.2.1 仪器 | 第53-54页 |
| 3.2.2 试剂 | 第54-55页 |
| 3.2.3 试剂配制 | 第55-56页 |
| 3.2.4 细胞 | 第56页 |
| 3.3 实验方法 | 第56-60页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第56-57页 |
| 3.3.2 RNA提取和RT-PCR | 第57页 |
| 3.3.3 Western Blot分析 | 第57-58页 |
| 3.3.4 核蛋白提取 | 第58页 |
| 3.3.5 荧光素酶报告基因实验 | 第58-59页 |
| 3.3.6 免疫荧光 | 第59页 |
| 3.3.7 数据分析 | 第59-60页 |
| 3.4 实验结果与分析 | 第60-64页 |
| 3.4.1 Carvedilol影响IL-1β刺激的SW1353软骨细胞中的蛋白聚糖和ColⅡ表达水平 | 第60页 |
| 3.4.2 Carvedilol在体外调节IL-1β介导的MMP-1和MMP-13表达的能力 | 第60-62页 |
| 3.4.3 Carvedilol对IKK-α/β的磷酸化和IκB-α的降解具有抑制作用 | 第62-63页 |
| 3.4.4 Carvedilol对NF-κB活化的抑制作用 | 第63-64页 |
| 3.5 讨论 | 第64-65页 |
| 3.6 本章小结 | 第65-66页 |
| 4 Nebivolol抑制COL Ⅱ降解及其分子机制 | 第66-79页 |
| 4.1 引言 | 第66页 |
| 4.2 仪器与试剂 | 第66-69页 |
| 4.2.1 仪器 | 第66-67页 |
| 4.2.2 试剂 | 第67-68页 |
| 4.2.3 试剂配制 | 第68页 |
| 4.2.4 菌种、细胞及质粒 | 第68-69页 |
| 4.3 实验方法 | 第69-70页 |
| 4.3.1 细胞培养 | 第69页 |
| 4.3.2 RNA提取和RT-PCR | 第69页 |
| 4.3.3 MMP-13活性测定 | 第69-70页 |
| 4.3.4 Westen Blot分析 | 第70页 |
| 4.3.5 荧光素酶报告基因实验 | 第70页 |
| 4.3.6 免疫荧光 | 第70页 |
| 4.3.7 数据分析 | 第70页 |
| 4.4 实验结果与分析 | 第70-77页 |
| 4.4.1 Nebivolol对IL-1β介导的MMP-13基因表达和活化的影响 | 第70-71页 |
| 4.4.2 Nebivolol减轻人软骨细胞中IL-1β诱导的Col Ⅱ的降解 | 第71-72页 |
| 4.4.3 Nebivolol抑制NF-κB的活化 | 第72-73页 |
| 4.4.4 Nebivolol抑制IL-1β介导的IκB-α磷酸化和降解 | 第73-74页 |
| 4.4.5 Nebivolol在mRNA和蛋白水平上抑制IRF-1的表达 | 第74-75页 |
| 4.4.6 Nebivolol抑制人软骨细胞中IL-1β诱导的STAT1的磷酸化 | 第75-77页 |
| 4.5 讨论 | 第77-78页 |
| 4.6 本章小结 | 第78-79页 |
| 5 结论与展望 | 第79-81页 |
| 5.1 结论 | 第79页 |
| 5.2 创新点 | 第79-80页 |
| 5.3 展望 | 第80-81页 |
| 参考文献 | 第81-98页 |
| 攻读博士学位期间科研项目及科研成果 | 第98-100页 |
| 致谢 | 第100-101页 |
| 作者简介 | 第101页 |
