| 摘要 | 第4-6页 |
| ABSTRACT | 第6-8页 |
| 主要中英文缩略表 | 第18-20页 |
| 1 绪论 | 第20-45页 |
| 1.1 全氟辛烷磺酸(PFOS)概述 | 第20-34页 |
| 1.1.1 PFOS的理化性质和应用 | 第20-21页 |
| 1.1.2 PFOS的环境污染现状 | 第21-22页 |
| 1.1.3 PFOS在野生动物体内的生物累积 | 第22-23页 |
| 1.1.4 PFOS的毒性效应 | 第23-25页 |
| 1.1.5 PFOS的发育神经毒性效应 | 第25-27页 |
| 1.1.6 PFOS的发育神经毒性机制 | 第27-29页 |
| 1.1.7 PFOS的人群暴露和环境流行病学调查结果 | 第29-33页 |
| 1.1.8 PFOS替代物的发展 | 第33-34页 |
| 1.2 学习记忆能力形成的相关机制 | 第34-41页 |
| 1.2.1 海马的学习记忆功能 | 第34-35页 |
| 1.2.2 突触可塑性与学习记忆 | 第35-36页 |
| 1.2.3 AMPA受体与学习记忆 | 第36-39页 |
| 1.2.4 钙稳态与学习记忆 | 第39-41页 |
| 1.3 神经退行性疾病与环境污染物暴露的关联 | 第41-42页 |
| 1.4 本文主要研究思路与内容 | 第42-45页 |
| 1.4.1 选题依据 | 第42-43页 |
| 1.4.2 研究目的和内容 | 第43-44页 |
| 1.4.3 研究意义 | 第44-45页 |
| 2 PFOS发育期暴露对大鼠LTP及AMPA分布的影响 | 第45-70页 |
| 2.1 材料与方法 | 第45-59页 |
| 2.1.1 主要试剂和仪器 | 第45页 |
| 2.1.2 实验动物及染毒 | 第45-49页 |
| 2.1.3 血清及海马组织的收集 | 第49页 |
| 2.1.4 血清中PFOS含量的测定 | 第49页 |
| 2.1.5 旷场试验 | 第49-50页 |
| 2.1.6 电生理实验 | 第50-53页 |
| 2.1.7 膜蛋白的提取 | 第53页 |
| 2.1.8 总蛋白的提取 | 第53页 |
| 2.1.9 蛋白浓度测定 | 第53-54页 |
| 2.1.10 Western blot检测AMPA受体蛋白的分布水平 | 第54-55页 |
| 2.1.11 荧光定量PCR检测海马中AMPA受体相关基因的表达 | 第55-59页 |
| 2.1.12 数据统计分析 | 第59页 |
| 2.2 结果与讨论 | 第59-68页 |
| 2.2.1 血清中PFOS的含量 | 第59页 |
| 2.2.2 PFOS暴露对大鼠自发行为的影响 | 第59-61页 |
| 2.2.3 PFOS发育期暴露对LTP的影响 | 第61-62页 |
| 2.2.4 PFOS发育期暴露对I/O和PPF的影响 | 第62-64页 |
| 2.2.5 PFOS发育期暴露对AMPA受体亚基表达的影响 | 第64-66页 |
| 2.2.6 PFOS发育期暴露对AMPA受体亚基磷酸化的影响 | 第66-68页 |
| 2.3 本章小结 | 第68-70页 |
| 3 PFOS暴露干扰大鼠原代海马神经元钙稳态的AMPA调控机制 | 第70-85页 |
| 3.1 材料与方法 | 第70-76页 |
| 3.1.1 主要试剂和仪器 | 第70-71页 |
| 3.1.2 主要实验试剂配制 | 第71-72页 |
| 3.1.3 原代海马神经元培养和鉴定 | 第72-73页 |
| 3.1.4 原代海马神经元细胞存活率实验 | 第73页 |
| 3.1.5 原代海马神经元凋亡实验 | 第73页 |
| 3.1.6 原代海马神经元细胞钙成像实验 | 第73-74页 |
| 3.1.7 荧光定量PCR检测相关基因表达水平 | 第74页 |
| 3.1.8 数据统计分析 | 第74-76页 |
| 3.2 结果与讨论 | 第76-84页 |
| 3.2.1 原代海马神经元细胞培养与鉴定 | 第76页 |
| 3.2.2 PFOS对原代海马神经元细胞活性的影响 | 第76-78页 |
| 3.2.3 PFOS对原代海马神经元细胞凋亡的影响 | 第78-79页 |
| 3.2.4 原代海马神经元细胞钙成像实验 | 第79-82页 |
| 3.2.5 PFOS对原代海马神经元AMPA受体相关基因表达的影响 | 第82-84页 |
| 3.3 本章小结 | 第84-85页 |
| 4 PFOS发育期暴露对Tau磷酸化和Ap聚集的影响 | 第85-98页 |
| 4.1 材料与方法 | 第85-89页 |
| 4.1.1 主要试剂和仪器 | 第85-86页 |
| 4.1.2 实验动物及染毒 | 第86页 |
| 4.1.3 ELISA检测海马中Aβ1-42和GSK-3β蛋白表达水平 | 第86页 |
| 4.1.4 Western blot检测海马中凋亡相关蛋白表达水平 | 第86-87页 |
| 4.1.5 荧光定量PCR检测相关基因表达水平 | 第87页 |
| 4.1.6 数据统计分析 | 第87-89页 |
| 4.2 结果与讨论 | 第89-97页 |
| 4.2.1 PFOS暴露对Tau蛋白和基因表达的影响 | 第89-90页 |
| 4.2.2 PFOS暴露对Tau磷酸化的影响 | 第90-93页 |
| 4.2.3 PFOS对Aβ1-42聚集的影响 | 第93-97页 |
| 4.3 本章小结 | 第97-98页 |
| 5 PFOS替代物对大鼠在体LTP的影响 | 第98-108页 |
| 5.1 材料与方法 | 第98-100页 |
| 5.1.1 实验动物 | 第98页 |
| 5.1.2 试剂与仪器 | 第98-99页 |
| 5.1.3 电生理实验 | 第99-100页 |
| 5.1.4 数据统计分析 | 第100页 |
| 5.2 结果与讨论 | 第100-107页 |
| 5.2.1 PFOS及其替代物对基础fEPSP的影响 | 第100-101页 |
| 5.2.2 PFOS及其替代物对I/O的影响 | 第101页 |
| 5.2.3 PFOS及其替代物对PPF的影响 | 第101-104页 |
| 5.2.4 PFOS及其替代物对大鼠在体LTP的影响 | 第104-107页 |
| 5.3 本章小结 | 第107-108页 |
| 6 结论与展望 | 第108-110页 |
| 6.1 结论 | 第108-109页 |
| 6.2 创新点 | 第109页 |
| 6.3 展望 | 第109-110页 |
| 参考文献 | 第110-127页 |
| 附录 主要试剂配制 | 第127-129页 |
| 作者简介 | 第129页 |
| 攻读博士学位期间科研项目及科研成果 | 第129-131页 |
| 致谢 | 第131-132页 |
