| 致谢 | 第5-7页 |
| 中文摘要 | 第7-12页 |
| Abstract | 第12-17页 |
| 目次 | 第18-22页 |
| 绪论 | 第22-24页 |
| 第一部分 低氧对巨噬细胞M2型极化的选择性促进作用及其机制研究 | 第24-61页 |
| 1.1 引言 | 第24-26页 |
| 1.2 材料和仪器 | 第26-30页 |
| 1.2.1 细胞株 | 第26页 |
| 1.2.2 实验动物 | 第26页 |
| 1.2.3 试剂 | 第26-29页 |
| 1.2.4 实验仪器 | 第29-30页 |
| 1.3 实验方法 | 第30-36页 |
| 1.3.1 细胞培养 | 第30页 |
| 1.3.2 条件培养基的制备和刺激 | 第30页 |
| 1.3.3 骨髓源性巨噬细胞的分离和诱导分化 | 第30页 |
| 1.3.4 免疫组化 | 第30-31页 |
| 1.3.5 siRNA转染 | 第31-32页 |
| 1.3.6 Western blot检测蛋白表达 | 第32-33页 |
| 1.3.7 免疫荧光 | 第33页 |
| 1.3.8 Real-time PCR | 第33-34页 |
| 1.3.9 基因芯片 | 第34-35页 |
| 1.3.10 流式细胞术检测细胞表面抗原 | 第35页 |
| 1.3.11 LLC自发肺转移模型 | 第35页 |
| 1.3.12 统计学分析 | 第35-36页 |
| 1.4 实验结果 | 第36-58页 |
| 1.4.1 M2型巨噬细胞偏好聚集于肿瘤低氧区域 | 第36-37页 |
| 1.4.2 低氧增加肿瘤组织中M2型巨噬细胞的比例 | 第37-39页 |
| 1.4.3 低氧选择性促进LLC-CM诱导的巨噬细胞M2型极化 | 第39-40页 |
| 1.4.4 IL6是LLC-CM中诱导巨噬细胞M2型极化的重要因子 | 第40-42页 |
| 1.4.5 低氧选择性促进IL6诱导的RAW264.7细胞M2型极化 | 第42-45页 |
| 1.4.6 低氧选择性促进IL6诱导的原代巨噬细胞(BMDM)M2型极化 | 第45-46页 |
| 1.4.7 HIF信号通路不参与低氧对巨噬细胞M2型极化的选择性促进作用 | 第46-47页 |
| 1.4.8 STAT3信号通路不参与低氧对巨噬细胞M2型极化的选择性促进作用 | 第47-48页 |
| 1.4.9 MAPK信号级联可能参与低氧对巨噬细胞M2型极化的选择性促进作用 | 第48-54页 |
| 1.4.10 低氧通过激活ERK信号选择性促进巨噬细胞M2型极化 | 第54-58页 |
| 1.5 讨论 | 第58-61页 |
| 第二部分 低氧介导的M2型巨噬细胞对肿瘤转移的影响 | 第61-88页 |
| 2.1 引言 | 第61-63页 |
| 2.2 材料和仪器 | 第63-65页 |
| 2.2.1 细胞株 | 第63页 |
| 2.2.2 实验动物 | 第63页 |
| 2.2.3 活检标本 | 第63页 |
| 2.2.4 试剂 | 第63-64页 |
| 2.2.5 实验仪器 | 第64-65页 |
| 2.3 实验方法 | 第65-70页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第65页 |
| 2.3.2 条件培养基的制备和刺激 | 第65页 |
| 2.3.3 免疫组化 | 第65-66页 |
| 2.3.4 免疫荧光 | 第66-67页 |
| 2.3.5 瘤组织苏木素&伊红染色法(H&E染色) | 第67页 |
| 2.3.6 划痕修复实验 | 第67-68页 |
| 2.3.7 Transwell实验 | 第68页 |
| 2.3.8 管腔形成实验 | 第68页 |
| 2.3.9 SRB染色法测定肿瘤细胞的增殖 | 第68页 |
| 2.3.10 LLC自发肺转移模型 | 第68-69页 |
| 2.3.11 统计学分析 | 第69-70页 |
| 2.4 实验结果 | 第70-85页 |
| 2.4.1 M2型TAM与NSCLC的转移相关 | 第70-73页 |
| 2.4.2 低氧促进Lewis肺癌转移的发生 | 第73-75页 |
| 2.4.3 低氧介导的M2型巨噬细胞促进肿瘤细胞的迁移和内皮细胞的管腔形成 | 第75-78页 |
| 2.4.4 低氧介导的M2型巨噬细胞促进肿瘤转移和血管形成 | 第78-80页 |
| 2.4.5 ERK抑制剂通过干预巨噬细胞的M2型极化抑制相关的促肿瘤作用 | 第80-85页 |
| 2.5 讨论 | 第85-88页 |
| 第三部分 基于抑制TAMM2型极化的化合物M的发现及抗转移作用研究 | 第88-125页 |
| 3.1 引言 | 第88-90页 |
| 3.2 材料和仪器 | 第90-94页 |
| 3.2.1 细胞株 | 第90页 |
| 3.2.2 实验动物 | 第90页 |
| 3.2.3 试剂 | 第90-92页 |
| 3.2.4 实验仪器 | 第92-94页 |
| 3.3 实验方法 | 第94-101页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第94页 |
| 3.3.2 条件培养基的制备和刺激 | 第94页 |
| 3.3.3 骨髓源性巨噬细胞的分离和诱导分化 | 第94页 |
| 3.3.4 siRNA转染 | 第94-95页 |
| 3.3.5 Western blot检测蛋白表达 | 第95-96页 |
| 3.3.6 免疫荧光 | 第96页 |
| 3.3.7 Real-time PCR | 第96-97页 |
| 3.3.8 流式细胞术检测细胞表面抗原 | 第97-98页 |
| 3.3.9 Transwell实验 | 第98页 |
| 3.3.10 SRB染色法测定细胞增殖 | 第98页 |
| 3.3.11 瘤组织苏木素 & 伊红染色法(H&E染色) | 第98-99页 |
| 3.3.12 LLC自发肺转移模型的建立 | 第99-100页 |
| 3.3.13 统计学分析 | 第100-101页 |
| 3.4 实验结果 | 第101-122页 |
| 3.4.1 化合物M对RAW264.7细胞的增殖能力无影响 | 第101页 |
| 3.4.2 化合物M选择性抑制巨噬细胞M2型极化 | 第101-109页 |
| 3.4.3 化合物M可显著抑制M2型巨噬细胞所诱导的肿瘤细胞的迁移运动 | 第109-111页 |
| 3.4.4 化合物M可在体内显著抑制肿瘤转移 | 第111-119页 |
| 3.4.5 化合物M通过激活AMPK抑制巨噬细胞的M2型极化 | 第119-122页 |
| 3.5 讨论 | 第122-125页 |
| 参考文献 | 第125-131页 |
| 综述 脾瘤相关巨唾细胞在胖瘤演进中的作用研究 | 第131-152页 |
| 参考文献 | 第144-152页 |
| 作者简历及在学期间所取得的科研成果 | 第152-154页 |
