| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-8页 |
| 缩略词表 | 第9-17页 |
| 第一章 miR-128对小鼠体内前列腺癌生成的影响 | 第17-36页 |
| 1.1 前言 | 第17-19页 |
| 1.2 材料与方法 | 第19-28页 |
| 1.2.1 实验仪器 | 第19-20页 |
| 1.2.2 主要试剂 | 第20-21页 |
| 1.2.3 细胞培养 | 第21-22页 |
| 1.2.4 miRNA mimic或 inhibitor细胞转染 | 第22-23页 |
| 1.2.5 miRNA抽提 | 第23-24页 |
| 1.2.6 Taqman实时荧光定量聚合酶链反应(Taqman RT-PCR) | 第24-26页 |
| 1.2.7 皮下移植瘤模型的建立 | 第26-27页 |
| 1.2.8 免疫组化染色 | 第27-28页 |
| 1.2.9 统计学分析 | 第28页 |
| 1.3 结果 | 第28-33页 |
| 1.3.1 miR-128在前列腺癌细胞中低表达 | 第28-29页 |
| 1.3.2 成功转染和过表达miR-128 | 第29-30页 |
| 1.3.3 miR-128过表达抑制小鼠前列腺癌皮下移植瘤的生长 | 第30-32页 |
| 1.3.4 miR-128过表达抑制移植瘤细胞增殖,促进移植瘤细胞凋亡 | 第32-33页 |
| 1.4 讨论 | 第33-35页 |
| 1.5 小结 | 第35-36页 |
| 第二章 miR-128对前列腺癌细胞生物学特性的影响 | 第36-52页 |
| 2.1 前言 | 第36-37页 |
| 2.2 材料与方法 | 第37-43页 |
| 2.2.1 实验仪器 | 第37页 |
| 2.2.2 主要试剂 | 第37-38页 |
| 2.2.3 细胞生长曲线测定 | 第38页 |
| 2.2.4 5-溴-2-脱氧尿苷(BrdU)掺入实验 | 第38-39页 |
| 2.2.5 流式细胞术分析细胞周期 | 第39-40页 |
| 2.2.6 细胞平板克隆形成实验 | 第40-41页 |
| 2.2.7 3-D matrigel克隆形成实验 | 第41页 |
| 2.2.8 细胞成球实验 | 第41-42页 |
| 2.2.9 Transwell小室侵袭实验 | 第42-43页 |
| 2.2.10 统计学分析 | 第43页 |
| 2.3 结果 | 第43-50页 |
| 2.3.1 miR-128过表达对前列腺癌细胞的生长具有抑制作用 | 第43-44页 |
| 2.3.2 miR-128过表达抑制前列腺癌细胞的增殖能力 | 第44-45页 |
| 2.3.3 miR-128过表达减少前列腺癌细胞的S期细胞比例 | 第45-46页 |
| 2.3.4 miR-128过表达抑制前列腺癌细胞的平板克隆形成能力 | 第46-47页 |
| 2.3.5 miR-128过表达抑制前列腺癌细胞的贴壁非依赖性生长 | 第47-48页 |
| 2.3.6 miR-128过表达抑制前列腺癌细胞的成球能力 | 第48-49页 |
| 2.3.7 miR-128过表达抑制前列腺癌细胞的侵袭转移能力 | 第49-50页 |
| 2.4 讨论 | 第50-51页 |
| 2.5 小结 | 第51-52页 |
| 第三章 miR-128内源性低表达和高表达的前列腺癌细胞具有不同的肿瘤生物学行为 | 第52-62页 |
| 3.1 前言 | 第52-53页 |
| 3.2 材料与方法 | 第53-55页 |
| 3.2.1 miR-128-sensor细胞转染 | 第53页 |
| 3.2.2 miR-128 mimic与sensor共转染 | 第53-54页 |
| 3.2.3 流式细胞术分选GFP+和GFP-细胞 | 第54页 |
| 3.2.4 分选细胞的Taqman RT-PCR | 第54页 |
| 3.2.5 分选细胞的平板克隆形成实验和贴壁非依赖性生长实验 | 第54-55页 |
| 3.2.6 分选细胞的小鼠皮下移植瘤实验 | 第55页 |
| 3.2.7 统计学分析 | 第55页 |
| 3.3 结果 | 第55-61页 |
| 3.3.1 miR-128-sensor表达载体特点 | 第55-56页 |
| 3.3.2 miR-128-sensor可筛选miR-128内源性低表达和高表达的前列腺癌细胞 | 第56-58页 |
| 3.3.3 miR-128内源性低表达的前列腺癌细胞具有更高的克隆形成能力和贴壁非依赖性生长潜能 | 第58-59页 |
| 3.3.4 miR-128内源性低表达的前列腺癌细胞具有更高的成瘤能力 | 第59页 |
| 3.3.5 miR-128-sensor内源性竞争结合miR-128促进细胞克隆和悬浮球形成 | 第59-61页 |
| 3.4 讨论 | 第61页 |
| 3.5 小结 | 第61-62页 |
| 第四章 miR-128靶基因的寻找与鉴定 | 第62-82页 |
| 4.1 引言 | 第62-63页 |
| 4.2 材料与方法 | 第63-73页 |
| 4.2.1 实验仪器 | 第63页 |
| 4.2.2 主要试剂 | 第63-64页 |
| 4.2.3 miR-128靶基因的预测 | 第64-65页 |
| 4.2.4 RT-PCR | 第65-67页 |
| 4.2.5 Western Blot | 第67-69页 |
| 4.2.6 免疫荧光染色 | 第69-70页 |
| 4.2.7 野生型和突变型BMI-1或NANOG 3'UTR荧光素酶报告载体的构建 | 第70-71页 |
| 4.2.8 双萤光素酶报告实验 | 第71-72页 |
| 4.2.9 BMI-1靶标回复(rescue)实验 | 第72-73页 |
| 4.2.10 统计学分析 | 第73页 |
| 4.3 结果 | 第73-80页 |
| 4.3.1 生物学信息方法预测的miR-128靶基因 | 第73-74页 |
| 4.3.2 miR-128对靶基因mRNA表达水平的影响 | 第74-75页 |
| 4.3.3 miR-128对靶基因蛋白表达水平的影响 | 第75-76页 |
| 4.3.4 miR-128抑制BMI-1蛋白的表达 | 第76-77页 |
| 4.3.5 miR-128通过3'UTR直接靶向BMI-1 | 第77-79页 |
| 4.3.6 BMI-1靶标回复实验 | 第79-80页 |
| 4.4 讨论 | 第80-81页 |
| 4.5 小结 | 第81-82页 |
| 第五章 miR-128负性调控前列腺癌肿瘤干细胞 | 第82-96页 |
| 5.1 引言 | 第82-83页 |
| 5.2 材料与方法 | 第83-87页 |
| 5.2.1 主要试剂 | 第83-84页 |
| 5.2.2 流式分选CD44~+与CD44~-,CD44~(+)α2β1~+与CD44~(-)α2β1~-前列腺癌细胞 | 第84-85页 |
| 5.2.3 免疫磁珠分选CD133~+和CD133~-前列腺癌细胞 | 第85页 |
| 5.2.4 RT-PCR | 第85-86页 |
| 5.2.5 分选细胞成瘤实验 | 第86页 |
| 5.2.6 细胞转染上调或下调BMI-1表达 | 第86-87页 |
| 5.2.7 MTT检测细胞增殖能力 | 第87页 |
| 5.2.8 统计学分析 | 第87页 |
| 5.3 结果 | 第87-93页 |
| 5.3.1 miR-128在前列腺癌肿瘤干细胞中低表达 | 第87-89页 |
| 5.3.2 miR-128靶基因在前列腺癌肿瘤干细胞中高表达 | 第89-90页 |
| 5.3.3 miR-128负向调控前列腺癌肿瘤干细胞的体内成瘤能力 | 第90-91页 |
| 5.3.4 BMI-1基因敲除抑制了CD44+DU145细胞肿瘤干细胞相关特性 | 第91-92页 |
| 5.3.5 BMI-1过表达促进了CD44-DU145细胞肿瘤干细胞相关特性 | 第92-93页 |
| 5.4 讨论 | 第93-94页 |
| 5.5 小结 | 第94-96页 |
| 总结 | 第96-97页 |
| 参考文献 | 第97-104页 |
| 综述 | 第104-120页 |
| 参考文献 | 第113-120页 |
| 致谢 | 第120-121页 |
| 附录 | 第121页 |
